Assunta Bertaccini
DiSTA - Patologia Vegetale
Alma Mater Studiorum
Università di Bologna
I fitoplasmi:
caratteri biologici e
molecolari
Fitoplasmi
•Procarioti pleomorfi provi
di parete cellulare
200-800 nm)
(diametro
•Habitat: floema delle
piante ed emolinfa degli
insetti
•G+C = 23-29%
•Dimensioni del cromosoma
da 530 a 1350 Kbp
Geni impiegati nello studio dei fitoplasmi
Fattore
Proteina
Fattore
DNA
di allungamento tuf
ribosomica S3
ribosomico rf + aminoacido chinasi
extracromosomico
Geni
Amp
Geni
codificanti traslocasi (SecA, SecY)
Gene
ribosomico 16S
(rRF)
Gene ribosomico 16S
Una specie “Candidatus Phytoplasma” si riferisce ad
una unica sequenza di 16S rRNA di almeno
1200 nucleotidi
Il ceppo da cui la sequenza è stata ottenuta è
denominato ceppo di riferimento
Una nuova specie ‘Candidatus’Phytoplasma’
deve avere una omologia della sequenza del
DNA ribosomico 16S minore del 97,5%
quando comparata con le sequenze già
descritte
Oppure diversificarsi da esse per caratteristiche
biologiche
fitopatologiche
e genetiche
‘Candidatus Phytoplasma’
[(Mollicutes) NC; NA; O; NAS (GenBank n. M30790);
16S rRNA: CAAGAYBATKATGTKTAGCYGGDCT;
P (Plant, phloem, Insect, salivary gland); M]
Il genere ‘Candidatus’Phytoplasma’ comprende
ad oggi 33 specie di cui solo 26 sono state
descritte formalmente
‘Candidatus Phytoplasma’ specie
Gruppo ribosomico
Malattia associata
‘Ca. Phytoplasma asteris’
‘Ca. Phytoplasma japonicum’
‘Ca. Phytoplasma aurantifolia’
‘Ca. Phytoplasma castaneae’
Ca. Phytoplasma pini'
‘Ca. Phytoplasma ziziphi’
‘Ca. Phytoplasma ulmi’
‘Ca. Phytoplasma trifolii’
‘Ca. Phytoplasma fraxini’
‘Ca. Phytoplasma phoenicium’
‘Ca. Phytoplasma mali’
‘Ca. Phytoplasma pyri’
‘Ca. Phytoplasma prunorum’
‘Ca. Phytoplasma spartii’
‘Ca. Phytoplasma rhamni’
‘Ca. Phytoplasma allocasuarinae
‘Ca. Phytoplasma oryzae’
‘Ca. Phytoplasma australiense’
‘Ca. Phytoplasma cynodontis’
‘Ca. Phytoplasma brasiliense’
Aster Yellows - 16SrI
Giallume dell’astro
Stolbur - 16SrXII
Fillodia dell’ortensia giapponese
Peanut Witches' Broom - 16SrII
Scopazzo della lima
Coconut Lethal Yellowing - 16SrIV
Scopazzo del castagno
Coconut Lethal Yellowing - 16SrIV
Nessuna
Elm Yellows - 16SrV
Scopazzo del giuggiolo
Elm Yellows - 16SrV
Giallume dell’olmo
Clover Proliferation - 16SrVI
Proliferazione del trifoglio
Ash Yellows - 16SrVII
Giallume del frassino
Pigeon Pea Witches' Broom - 16SrIX
Scopazzo del mandorlo
Apple Proliferation - 16SrX
Scopazzo del melo
Apple Proliferation - 16SrX
Moria del pero
Apple Proliferation - 16SrX
Giallume europeo delle drupacee
Apple Proliferation - 16SrX
Scopazzo della ginestra
Apple Proliferation - 16SrX
Scopazzo del Rhamnus
Apple Proliferation - 16SrX
Giallume dell’Allocasuarina
Rice Yellow Dwarf - 16SrXI
Nanismo giallo del riso
Stolbur - 16SrXII
Giallume autraliano della vite
16SrXIV
Sbiancamento fogliare della gramigna
16SrXV
Scopazzo dell’ibisco brasiliano
‘Ca. Phytoplasma graminis'
‘Ca. Phytoplasma caricae'
‘16SrXVI
Giallume fogliare delle canna da zucchero
16SrXVII
Ipertofia apicale della papaya
‘Ca. Phytoplasma fragariae'
16SrXII
Giallume della fragola
‘Ca. Phytoplasma americanus‘
‘Ca. Phytoplasma omanense’
16SrXVIII
16SrXIX
16SrI
Arrossamento apicale della patata in USA
Scopazzo della Cassia
Ipertrofia dei germogli in pomodoro
‘Ca. Phytoplasma lycopersici’
‘Candidatus’ specie non
formalizzate
‘Candidatus Phytoplasma’ specie
Gruppo ribosomico
Malattia/e associata/e
[‘Ca. Phytoplasma pruni’]
[‘Ca. Phytoplasma palmae’]
X-disease - 16SrIII
Malattia X del pesco
Coconut Lethal Yellowing - 16SrIV
Giallume letale della palma da
[‘Ca. Phytoplasma
cocostanzaniae’]
[‘Ca. Phytoplasma
cocosnigeriae’]
[‘Ca. Phytoplasma vitis’]
[‘Ca. Phytoplasma luffae’]
[‘Ca. Phytoplasma solani’]
Coconut Lethal Yellowing - 16SrIV
cocco
Giallume leale della palma da
cocco
Coconut Lethal Yellowing - 16SrIV
Giallume leale della palma da
cocco
Elm Yellows - 16SrV
Flavescenza dorata
Loofah Witches' Broom - 16SrVIII
Scopazzo della luffa
Stolbur - 16SrXII
Stolbur e legno nero
Gruppi ribosomici 16S
Aster yellows: AY
Peanut witches’ broom: PnWB
Peach X disease: CX
Coconut letal yellowing: LY
Elm yellows: EY
Clover proliferation: CP
Ash yellows: ASHY
Loofah witches’ broom: LWB
Pigeon pea witches’ broom: PPWB
Apple proliferation: AP
Rice yellow dwarf: RYD
Stolbur: STOL
Mexican periwinkle virescence: MPV
Bermudagrass white leaf: BGWL
Hibiscus witches’ broom: HiWB
Sugarcane yellow leaf: SCYL
Papaya bunchy top: PAY
American potato purple top wilt: APPTW
Cassia witches’ broom: CaWB
16SrI
16SrII
16SrIII
16SrIV
16SrV
16SrVI
16SrVII
16SrVIII
16SrIX
16SrX
16SrXI
16SrXII
16SrXIII
16SrXIV
16SrXV
16SrXVI
16SrXVII
16SrXVIII
16SrXIX
Verifica della presenza ed
identificazione dei fitoplasmi
•Estrazione dell’acido nucleico
•amplificazione genica (PCR) diretta
“nested” o RT-PCR
e
•analisi del polimorfismo della lunghezza dei
frammenti di restrizione (RFLP)
•confronto dei profili ottenuti con quelli di
ceppi di fitoplasmi noti
Identificazione dei fitoplasmi
P1/P7
R16F2/R2
R16F2/R2
R16(X)F1/R1
Nested-PCR
Analisi RFLP sul gene
ribosomico 16S
Malattie da fitoplasmi sintomatologicamente
identiche nella stessa specie possono essere
associate a
patogeni geneticamente differenziabili
L’identificazione del fitoplasma
permette di studiare in campo la
malattia per capire se è
¾epidemica
¾endemica
¾ o non ha importanza epidemiologica
Fitoplasmosi di interesse agrario
9Flavescenza dorata e giallumi della vite
9Stolbur del pomodoro
9Giallumi delle drupacee
9Moria del pero
9Scopazzo del melo
9…
Flavescenza dorata e giallumi della vite
‘Candidatus Phytoplasma vitis’
Sottogruppi ribosomici 16SrV-C e 16SrV-D
Flavescenza dorata
RFLP con TaqI sul DNA ribosomico 16S
‘Candidatus Phytoplasma solani’
Sottogruppo ribosomico 16SrXII-A
Legno nero
RFLP con TaqI
sul DNA
ribosomico 16S
‘Ca. Phytoplasma ulmi’
sottogruppo 16SrV-A Giallume dell’olmo
Lee et al. 2004
‘Ca. Phytoplasma
ziziphi’
sottogruppo
16SrV-B
Scopazzo del
giuggiolo
Jung et al. 2003
Modalità di trasmissione dei fitoplasmi
¾ INSETTI VETTORI
¾ PIANTE PARASSITE
¾ TECNICHE DI PROPAGAZIONE VEGETATIVA
¾ SEME
Modalità di trasmissione dei fitoplasmi
¾ INSETTI VETTORI
¾ PIANTE PARASSITE
¾ TECNICHE DI PROPAGAZIONE VEGETATIVA
¾ SEME
NUTRIZIONE E TRASMISSIONE
¾ NUTRIZIONE FLOEMOMIZA
¾ TRASMISSIONE
PERSISTENTE PROPAGATIVA
TRANSOVARICA
MEDIANTE COPULA
Trasmissione transovarica
Giallume dell’astro (16SrI-B)
Scaphoideus titanus
Stolbur (16SrXII-A)
Metcalfa pruinosa
Nanismo del gelso (16SrI-D)
Hishimonoides sellatiformis
Sb. fogl. canna da zucch. (16SrII) Matsumuratettix
‘Ca. P. pruni’ (16SrX-B)
hiroglyphicus
Cacopsylla pruni
Vettori conosciuti
Giallume dell’astro
16SrI-B
Nanismo del gelso
16SrI-B
Malattia X del pesco
16SrIII-A
Giallume let. palma
16SrIV-A
Giallume dell’olmo
16SrV-A
Flavescenza dorata
16SrV-C/–D
Giallume della vite (D)
16SrV-C
Scopazzo del melo
16SrX-A
Giallume drupacee (EU) 16SrX-B
Moria del pero
16SrX-C
Legno nero della vite
16SrXII-A
Stolbur
16SrXII-A
Giallume del Phormium
16SrXII-B
Macrosteles quadripuctulatus, Euscelis
spp., Euscelidius spp.
Hishimonoides sellatiformis
Paraphlepsius irroratus, Colladonus spp.
Mindus crudus
Scaphoideus luteolus (USA)
Scaphoideus titanus
Oncopsis alni
Cacopsylla costalis, C. melanoneura
C. pruni
C. pyri, C. pyricola e C. pyritsuga
Hyalestes obsoletus
Pentastiridius beierii
Orosius argentatus
Flavescenza dorata
Patogeno soggetto a norme di quarantena
trasmesso dal cicadellide ampelofago
Scaphoideus titanus
Legno nero
Patogeno NON
soggetto a norme di
quarantena
trasmesso dal Cixide
polifago
Hyalestes
obsoletus
Il fitoplasma del legno nero appartiene al
gruppo “stolbur” (16SrXII) diffuso in moltissime
specie
Modalità di trasmissione dei fitoplasmi
¾ INSETTI VETTORI
¾ PIANTE PARASSITE
¾ TECNICHE DI PROPAGAZIONE VEGETATIVA
¾ SEME
Modalità di trasmissione dei fitoplasmi
¾ INSETTI VETTORI
¾ PIANTE PARASSITE
¾ TECNICHE DI PROPAGAZIONE VEGETATIVA
¾ SEME
Innesto su piante
indicatrici
Trasmissione mediante
micropropagazione
Modalità di trasmissione dei fitoplasmi
¾ INSETTI VETTORI
¾ PIANTE PARASSITE
¾ TECNICHE DI PROPAGAZIONE VEGETATIVA
¾ SEME
Pomodoro
2
16SrXII-A
6
2
0
4
16SrXII-A
4
0
0
5
16SrXII-A
5
5
1 piantina da seme- 16SrXII-A
2 piantine da seme - 16SrI-B
8
16SrXII-A
4
0
0
Strategie di lotta
Impiego di materiale sano
Lotta ai vettori
Riduzione sorgenti d’inoculo
Piante infette mantenute in equilibrio
vegeto/produttivo (?)
