Large Animals Review, Anno 10, n. 6, Dicembre 2004 27 ABDELWAHID SAEED ALI1, MOHD-AZMI MOHD LILA2, ARIANNA NEGRIN3, MASSIMO CASTAGNARO3 1 Dipartimento di Medicina Preventiva, Facoltà di Medicina Veterinaria, Università di Khartoum, Khartoum North, P.O. Box 32, Sudan 2 Facoltà di Medicina Veterinaria, Università Putra Malaysia, 43400UPM, Serdang - Selangor DE, Malaysia 3 Dipartimento di Sanità Pubblica, Patologia Comparata ed Igiene Veterinaria - Facoltà di Medicina Veterinaria, Università di Padova AGRIPOLIS - 35020 Legnaro, Padova Riassunto Lo scopo di questo lavoro è quello di determinare l’effetto della via di inoculazione e della preparazione dell’antigene sull’immunogenicità di un clone a placca-purificato del virus responsabile della Pseudorabbia (PrV), precedentemente confermato come non patogeno, mAlp. Virus vivi e spenti sono stati inoculati per via intranasale (i.n.) e intramuscolare (i.m). Sono stati considerati i seguenti fattori: le risposte dell’anticorpo neutralizzante (N-Ab) al virus, la distribuzione del virus e la protezione che segue all’insulto virulento. Generalmente, i porcellini stimolano livelli di N-Ab più alti quando il PrV-mAlp viene inoculato come vivo piuttosto che come spento e attraverso la via intramuscolare piuttosto che la via intranasale. Differenze non significative (p<0.05) nei titoli del N-Ab sono state osservate in tutti i gruppi di animali, ma sono significative (p<0.05) rispetto al gruppo dei porcellini di controllo (non immunizzati). Successivamente all’insulto dei porcellini immunizzati con il virus virulento, sono stati correlati sia la durata della distribuzione del virus sia i livelli di protezione ottenuti alle risposte anticorpali (N-Ab). Una protezione totale è stata osservata in tutti gli animali immunizzati con virus vivo inoculato per via intramuscolare. Un titolo medio di anticorpi di 4.760 è richiesto per ottenere una protezione totale contro i virus virulenti. Come conclusione e raccomandazione, è consigliato di immunizzare i porcellini contro l’infezione da PrV con 1x106 unità formante placca (p.f.u.) ad animale, con PrV-mA1p inoculato per via intramuscolare. Summary The effect of route of inoculation and antigen preparation on the immunogenicity of a previously confirmed non-pathogenic, plaque-purified clone of pseudorabies virus (PrV), termed mA1p, was determined in the present study. Live and killed virus were given via intranasal (i.n.) and intramuscular routes. The neutralizing antibody (N-Ab) responses to the virus, shedding of the virus and protection following virulent challenge were considered. Generally, piglets stimulated higher N-Ab levels to PrV-mA1p when inoculated as live virus as compared to killed and via i.m. compared to i.n. route of inoculation. Non-significant (p<0.05) differences in the N-Abs titres were observed among all groups of animals but significant (p<0.05) in comparison to the control (non-immunized) group of piglets. Following challenge of immunized piglets with the virulent virus, both duration of virus shedding and protection levels obtained were correlated with the N-Ab responses elicited. Total protection was observed among animals immunized with the live virus via i.m. route. An average of 4.760 as N-Ab titre is required to obtain total protection against virulent virus hit. As a conclusion and recommendation, it is advised to immunize piglets against PrV infection with 1x 106 plaque forming unit (p.f.u.) per piglet of live PrV-mA1p via i.m. route. INTRODUZIONE Il virus della Pseudorabbia (PrV), anche noto come virus della Sindrome di Aujeszky (ADV), classificato come alphaherpesvirus11, è causa dell’infezione neurotropica fatale nei porcellini23. Il virus è anche responsabile di una sindrome respiratoria e del ritardo nella crescita e dei problemi riproduttivi nei porcellini da riproduzione14. Programmi di vaccinazioni adeguati10, 16, 26, associati a necessarie misure di sicurezza22, sono stati testati durante l’inizio dell’infezione, mezzi essenziali per controllare ed eradicare la malattia in molte parti del mondo. Sono stati introdotti SUINI EFFETTO DELLA VIA DI INOCULAZIONE E DELLA PREPARAZIONE DELL’ANTIGENE SULL’IMMUNOGENICITÀ DEL CLONE VIRALE APATOGENO DELLA PSEUDORABBIA 28 Effetto della via di inoculazione e della praparazione dell’antigene sull’immunogenicità del clone virale apatogeno della pseudorabbia sia vaccini vivi8, 27 sia attenuati15,28. È stato testato il grado di protezione offerto da questi vaccini in modo da correlarlo ai livelli di anticorpi neutralizzanti6, 17. Sebbene alcuni di questi vaccini abbiamo offerto alti livelli di protezione, si sono dimostrati inefficaci per prevenire la replicazione e la distribuzione del virus virulento24,30. Il clone a placcapurificato del PrV (mAlp) è stato precedentemente confermato come non patogeno ed immunogeno contro l’insulto virulento nel topo e nel maiale1,3. Lo scopo di tale studio è quello di determinare l’effetto della via di inoculazione e della preparazione dell’antigene sul potere immunogeno di questo clone virale nel maiale. MATERIALI E METODI Virus: nel nostro studio sono stati utilizzati il virus a placca-purificato di PrV, chiamato mAlp, ed il virus virulento, chiamato CD. Il primo è stato creato e fornito gentilmente dal Prof. Mohd Azmi (UPM, Malaysia) ed utilizzato per immunizzare i porcellini. Il secondo, invece, è un virus americano ad elevata virulenza1, gentilmente fornito dal Prof. Anthony Castro dell’Università della California-Davis (USA) ed utilizzato per l’insulto negli animali immunizzati. Porcellini: un gruppo di quaranta porcellini di età compresa tra 3 e 4 settimane, nati da madri non vaccinate per il PrV. Questi animali furono divisi in cinque gruppi e tenuti in ambienti separati (ciascun gruppo in stanze diverse), presso la Facoltà di Medicina Veterinaria, Università di Putra, Malaysia (UPM). Preparazione e purificazione del virus: i virus utilizzati nello studio sono stati fatti replicare in culture cellulari Vero cresciute nel mezzo di Libovitz (L-15), integrate con 5% di siero fetale bovino (FBS), 1% di antibiotico-antimicotico ed 1% dell’agente anti-PPLO. Successivamente i virus sono stati purificati utilizzando la microcentrifugazione a gradiente di saccarosio come descritto da Ben-Porat et al. (1974). Inattivazione del virus: il virus è stato inattivato esponendo la sospensione alla luce UV per almeno 30 minuti. L’infettività del virus è stata confermata dall’inoculazione della sospensione nelle culture di cellule Vero. Test di neutralizzazione del siero (SNT): sono state allestite ventiquattro piastre a pozzetto di colture cellulari contenenti monostrati confluenti di cellule Vero. I sieri da testare sono stati inattivati a 56°C per 30 minuti. Le diluizioni seriali in doppio sono state effettuate nel mezzo L-15 (supplementare con 2% di FCS inattivato con il calore e contenente 1% di soluzione antibiotica-antimicotica e l’agente anti-PPLO). Le aliquote di ciascun singolo siero sono state mescolate con un pari volume di sospensione contenente il PrV-mAlp vivo (contenente 100 p.f.u./100 ml). Sieri pre-immuni sono stati aggiunti al test come controlli. Per la neutralizzazione del virus, le miscele sono state incubate a 37°C per 45 minuti, tenendole continuamente mescolate. Aliquote da 100 ml furono aggiunte a ciascuna delle ventiquattro piastre a pozzetto contenenti il monostato cellulare confluente di cellule Vero in quadruplicato. Quattro pozzetti di una colonna sono stati inoculati sola- mente con il virus (controllo positivo), altre quattro sono state inoculate con il virus mescolato con il siero di controllo (controllo negativo). Successivamente, le piastre sono state incubate a 37°C a 5% di CO2 per 45 minuti, in modo da permettere l’adsorbimento del virus. Sono stati aggiunti, poi, 500 ml del mezzo L-15 contenente 1,2% di carbossi-metil-cellulosa (CMC) e 2% di FCS. Le piastre sono state incubate per 2-3 giorni fino alla formazione delle placche. Le piastre sono state fissate in metanolo, colorate con la soluzione cristal-violetto e successivamente si è passati alla determinazione del numero di placche formatasi per ciascuna diluizione. Il titolo anticorpale neutralizzante è stato determinato diagrammando la diluizione del siero con il numero di placche e, in accordo con Bisch (1978), da tale grafico è stata, successivamente, calcolata la diluizione di siero (log2) necessaria per una riduzione del 50% delle placche dei pozzetti di controllo. Rilevazione del virus nelle narici dei porcellini: ad un intervallo di due giorni, sono stati raccolti tamponi nasali successivamente all’insulto dei porcellini immunizzati in 1 ml di mezzo L-15 ghiacciato, contenente 8% di soluzione antibiotica-antimicotica e 2% di agente anti-PPLO in una fiala da 10 ml. Questi tamponi sono stati immersi completamente nel mezzo e le soluzioni sono state, successivamente, trasferite in una provetta eppendorf e centrifugate a 3000 rpm per 10 minuti a 4 °C in una centrifuga refrigerata, in modo da rimuovere i detriti associati al campione. I surnatanti sono stati poi prelevati e posti alla temperatura di -70°C prima di venir testati per il virus attraverso l’analisi delle placche. L’analisi delle placche per la rilevazione del virus è stata condotta come descritto da Ali1. Esperimento: quaranta porcellini di 3-4 settimane di vita sono stati suddivisi in 4 gruppi (8 animali per gruppo). Il primo, il secondo, il terzo ed il quarto gruppo di porcellini sono stati inoculati con il PrV- mAlp come segue: vivo (i.m), vivo (i.n.), spento (i.m), spento (i.n.) considerando che i porcellini del quinto gruppo sono stati inoculati con il mezzo L-15 come controllo. La dose inoculata è stata 1x 106 unità formanti placca (p.f.u.). Si è prelevato il sangue per poter valutare gli anticorpi neutralizzanti. Dopo 17 giorni dalla prima inoculazione, i porcellini di ciascun gruppo sono stati posti a contatto con una quantità di 108 per animale di PrV-CD i.n. Successivamente si sono raccolti campioni di sangue e tamponi nasali in modo da poter osservare il livello di protezione. I tassi di protezione sono stati calcolati in accordo con la percentuale di sopravvissuti sul totale dei porcellini testati. Analisi statistica: l’importanza delle differenze riscontrate nei livelli di anticorpi neutralizzanti derivanti dai due gruppi di animali è stata valutata utilizzando il t-test indipendente. RISULTATI Le risposte degli anticorpi neutralizzanti (N-Ab) contro il virus RpV-mAlp rilevate utilizzando diverse vie di somministrazione e la preparazione dell’antigene sono mostrate in Tabella 1. Large Animals Review, Anno 10, n. 6, Dicembre 2004 29 Tabella 1 Risposte anticorpali neutralizzanti in seguito ad immunizzazione di porcellini con differenti vie di somministrazione e preparazione dell’antigene del PrV-mA1p Preparazione dell’antigene e via di immunizzazione Vivo (i.n.) Vivo (i.m.) Spento (i.n.) Spento (i.m.) Controllo 0 7 17 1.489±0.078* 4.044±0.088 4.427±0.129 1.641±0.083 4.375±0.105 4.760±0.089 0.544±0.068 2.925±0.114 3.224±0.112 1.592±0.134 3.917±0.166 4.375±0.105 1.658±0.087 1.211±0.116 0.856±0.097 20 25 31 4.247±0.131 4.923±0.094 5.200±0.061 4.362±0.116 5.208±0.066 5.454±0.132 2.218±0.105 4.454±0.132 3.670±0.095 4.206±0.114 5.034±0.068 5.261±0.074 1.686±0.092 3.643±0.094 3.955±0.126 * log2 (diluizione sierica necessaria per la riduzione del 50% delle placche) ±s.d. Porcellini sono stati immunizzati con 1x 106 p.f.u. per animale di PrV-mA1p e poi messi a contatto con 5x 106 p.f.u. ad animale di PrV-CD, p.i. = post-immunizzazione. Tabella 2 Rilevazione del virus in seguito all’insulto di porcellini immunizzati con il virus virulento (PrV-CD) Giorni p.c. 0 2 4 6 8 10 12 14 Preparazione dell’antigene e via di immunizzazione Vivo (i.n.) Vivo (i.m.) Spento (i.n.) Spento (i.m.) Controllo – + + – – – – – – + – – – – – – – + + + – – – – – + + – – – – – – + + + + – – – + il virus è stato rilevato nelle narici dei porcellini, - il virus non è stato rilevato nelle nerici dei porcellini. p.c. =post-insulto Sono state osservate risposte significativamente più alte (p<0.05) in tutti i gruppi di porcellini confrontandoli con il gruppo di controllo. Comunque, la risposta A-Ab più alta è stata osservata nei porcellini immunizzati con virus vivo inoculato per via intramuscolare, seguiti poi da quelli immunizzati con virus vivo inoculato per via intranasale, virus spento per via intramuscolare e la minor risposta in quelli immunizzati con virus spento inoculato per via intranasale. Nessuna variazione significativa nei livelli di N-Ab è stata rilevata all’interno di ciascun gruppo (p<0.05). La distribuzione del virus dalle narici dei porcellini in seguito all’insulto con il virus virulento è mostrato in Tabella 2. Il virus è stato rilevato fino al giorno 2,4,4,6 e 8 post-insulto per i porcellini immunizzati con, rispettivamente, il virus vivo (i.m), vivo (i.n.), spento (i.m.), spento (i.n.) ed il gruppo di controllo. I livelli di protezione ottenuti sono stati stimati essere 100%, 90%, 90%, 80% e 50%, per i porcellini rispettivamente immunizzati con il virus vivo (i.m), vivo (i.n.), spento (i.m.), spento (i.n.) ed il gruppo di controllo. DISCUSSIONE Il presente lavoro è stato condotto per determinare l’influenza della via di somministrazione e della preparazione dell’antigene sull’immunizzazione di un clone non patogeno a placca-purificato del virus della Pseudorabbia (PrVmAlp). La patogenicità ed il potere immunogeno di questo clone nel topo e nel porcellino sono stati precedentemente documentati1,2,3. I risultati ottenuti rivelano che il virus è in grado di stimolare alti livelli di anticorpi neutralizzanti (N-Abs) quando somministrato nei porcellini utilizzando sia la via intramuscolare (i.m.) o intranasale (i.n.) che le preparazioni degli antigeni virali. Questo supporta altri studi precedenti che dimostrano come il PrV sia altamente immunogeno nei maiali17,18, 19. Inoltre, i risultati mostrano anche i porcellini immunizzati con virus PrV-mAlp vivi stimolano una miglior risposta anticorpale neutralizzante rispetto ai soggetti immunizzati con virus inattivato. Ciò convalida i risultati precedentemente pubblicati dai ricercatori che studiarono altre catene virali vaccinali4,9, 31. Essi affermavano, infatti, che i virus spenti stimolavano una risposta anticorpale più bassa rispetto alla protezione clinica e virologica indotte da questi vaccini quando i porcellini venivano a contatto con un virus virulento. Questo potrebbe essere attribuito al fatto che il virus vivo replica nei tessuti animali senza causarne un danno strutturale e quindi permette la crescita antigenica del virus, cosa non possibile, invece, per il virus spento. Questo, conferma, pertanto, che i fattori genetici essenziali per la replicazione virale sono differenti da quelli responsabili della patogenicità13, 21. I risultati del nostro studio, inoltre, mostrano che i porcellini inoculati con virus attraverso la via intramuscolare stimolano una risposta anticorpale (N-Abs) maggiore rispetto a quelli inoculati con virus attraverso la via intranasale. Ciò è in accordo con Kimman et al.12, i quali confermavano che porcellini inoculati con PrV attraverso la via intramuscolare stimolavano livelli anticorpali sierici più alti mentre quelli inoculati per via intranasale inducevano migliori risposte immunitarie mucosali. SUINI Giorni p.i. 30 Effetto della via di inoculazione e della praparazione dell’antigene sull’immunogenicità del clone virale apatogeno della pseudorabbia È stato osservato che la distribuzione e protezione del virus in seguito all’insulto di porcellini immunizzati sono correlate con i livelli della risposta anticorpale per ciascuna via di somministrazione. Simili osservazioni furono riportate da Mengeling et al.20 e sono concordanti con i risulati ottenuti da Vannier et al.29. È stato anche dimostrato che la distribuzione del virus nei porcellini immunizzati con il vaccino costituito da virus vivo commerciale per un minimo di 3 giorni ad un massimo di 9 giorni in seguito all’insulto dipende dalla catena virale del vaccino e della sua preparazione24, 29. Inoltre, è quasi paragonabile ai nostri risultati la durata della distribuzione e presenza del virus in un range compreso tra 2 e 6 giorni post-insulto. In un altro articolo avevamo confermato, inoltre, la patogenicità di questo clone virale (mAlp) nei porcellini anche con una dose inoculata di 108 p.f.u., ma ancora immunogena1. In questo studio il vaccino dimostra un’azione protettiva e offre una protezione clinica del 100% contro l’insulto con la dose letale di PrV-CD. Comunque, è stato dimostrato che la perdita della virulenza è accompagnata da una perdita grave di immunogenicità nella maggior parte dei casi25. In conclusione, il virus PrV-mAlp è in grado di stimolare alti livelli sierici di anticorpi neutralizzanti specialmente quando applicato come virus vivo attraverso l’inoculazione via intramuscolare. In base al fatto che questo clone virale è apatogeno, altamente immunogeno e protettivo contro l’insulto virulento, può essere considerato un candidato ideale all’uso vaccinale. 9. 10. 11. 12. 13. 14. 15. 16. 17. 18. 19. 20. Parole chiave Virus della pseudorabbia, vivo, spento, via di somministrazione, anticorpo neutralizzante, protezione. 21. 22. Key words Pseudorabies virus, live, killed, route, neutralizing antibody, protection. Bibliografia 1. 2. 3. 4. 5. 6. 7. 8. Ali, A.S. (1999). Immune response to a live virus vaccine candidate and protection against pseudorabies virus infection. Ph.D. thesis, University Putra Malaysia, Malaysia. Ali, A.S. and Mohd-Azmi, M.L.(1997). Measurement of antibody response to Aujeszky’s disease virus in mouse sera by indirect ELISA. The 9th Vet. Assoc. Malaysia Scientific Congress, Penang. 219-222. Ali, A.S., Mohd-Azmi, M.L. and Aini, I. (1998). Immune responses to a no-pathogenic pseudorabies virus (mA1p) in mice. Jurnal Veterinar Malaysia 10(2): 55-62. Alva-Valdes, R., Glock, R.D., Kluge, J.P. and Keune, C.M. (1983). Effect of vaccination on lesion development in pseudorabies virus challenged swine. American Journal of Veterinary Research 44: 588-595. Ben-Porat, T., De Marchioli, J.M. and Kaplan, A.S. (1974). Characterization of defective interfering viral particles present in a population of pseudorabies virions. Virology 61: 29-37. Ben-Porat, T., De Marchioli, J.M., Lomniczi, B. and Kaplan, A.S. (1986). Role of glycoproteins of pseudorabies virus in eliciting neutralizing antibodies. Virology 154: 325-334. Bitsch, V. (1978) An investigation into the basic virus antibody neutralization reaction, with special regard to the reaction into the constant virus/ varying serum neutralization test. Acta Vet. Scand. 19: 110-118. 8, P.W. and Van Oirschot, J.T. (1985). Vaccines against Aujeszky’s disease: evaluation of their efficacy under standardized laboratory conditions. Veterinary Quaternary 7: 191-197. 23. 24. 25. 26. 27. 28. 29. 30. 31. Donaldson, A.I., Wardley, R.C., Martin, S. and Harkness, J.W. (1984). Influence of vaccination on Aujeszky’s disease virus and disease transmission. Veterinary Record 115: 121-124. Elbers, A.R.W., Tielen, M.J.M., Cromwijk, W.A.J. and Hunneman, W.A. (1991). Sero-epidemiological screening of pig sera collected at the slaughterhouse to detect herds infected with Aujeszky’s disease virus, porcine influenza virus and Actinobacillus (Haemophillus pleuropneumoniae) in the frame work of an integrated quality control (IQC) system. Veterinary Quaternary 12: 221-230. Franckiet, R.I.B., Fauquet, C.M., Knudson, D.L. and Brown, F. (1991). Classification and Nomenclature of viruses. Fifth Report of the international committee on Taxonomy of Viruses. Archives of Virology Supplementum 2. Kimman, T.G., Brouwers, R.A.M., Daus, F.G., Van Oirschot, J.T. and Van Zaane, D. (1992). Measurement of isotype-specific antibody responses to Aujeszky’s disease virus in sera and mucosal secretions of pigs. Veterinary Immunology Immunopathology 31: 95-113. Kit, S., Kit, M. and Pirtle, E.C. (1985). Attenuated properties of thymidine kinase-negative deletion mutant of pseudorabies virus. American Journal of Veterinary Research 46: 1359-1367. Kluge, J.P., Beran, G.W., Hill, H.T. and Platt, K.B. (1992). Pseudorabies (Aujeszky’s disease). In: Leman, A.D., Straw, B., Mengling, W.L., D’Allaire, S., Taylor, D.J. (eds). Diseases of swine, 7th edn. Iowa state University Press, Ames, pp 312-323. Lenihan, P. and O’Connor, P.J. (1986). An evaluation of five inactivated Aujeszky’s disease vaccines. Irish Veterinary Journal 40: 55-57. Leontides, L., Ewald, C., Mortensen, S. and Willeberg, P. (1994). Factors associated with circulation of Aujeszky’s disease virus in fattening herds of an intensively vaccinated area of Northen Germany. Preventive Veterinary Medicine 20: 60-73. Martin, S., Wardley, R.C., and Donaldson, A.I. (1983). Serological response of pigs infected with Aujeszky’s disease virus. Research of Veterinary Science 35: 227-233. Martin, S., Wardley, R.C., and Donaldson, A.I. (1986). Functional antibody responses in pigs vaccinated with live and inactivated Aujeszky’s disease virus. Research of Veterinary Science 41: 331-335. Matsuda-Tsushida, A., Katayama, S., Okada, N., Okabe, T. and Sasaki, N. (1992). Protection from pseudorabies virus challenge in mice by a combination of purified gII, gIII and gIV antigens. Journal of Veterinary Medical Science 54(3): 447-452. Mengeling, W.L., Lager, K.M., Volz, D.M. and Brockmeier, S.L. (1992). Effect of various vaccination procedures on shedding, latency and reactivation of attenuated and virulent pseudorabies virus in swine. American Journal of Veterinary Research 53: 2164-2173. Mettenleiter, T.C., Klupp, B.G., Frank, Weiland and Nico Visser (1994). Characterization of a quadriple glycoprotein-deleted pseudorabies virus mutant for use as a biologically safe live virus vaccine. Journal of General Virology 75: 1723-1733. Nauwynck, H.J. and Pensaert, M.B. (1994). Programmes for the eradication of Aujeszky’s disease virus (pseudorabies virus) in the member states of the European Union. In: Proc. OIE. Aujeszky’s Disease Symposium, Bangkok, Thailand. 55-65. Pensaert, M.B. and Kluge, J.P. (1989). Pseudorabies virus (Aujeszky’s disease), pp 39-64. In: M.B. Pensaert (ed), Virus infections of porcines. Elsevier Science Publishers BV. Amesterdam. Pensaert, M.B., De Smet, K. and De Waele, K. (1990). Extent and duration of virulent virus excretion upon challenge of pigs vaccinated with different glycoprotein-deleted Aujeszky’s disease vaccines. Veterinary Microbiology 22: 1-11. Pensaert, M.B., Gielkens, A.L.J., Lomniczi, B., Kimman, T.G. Vannier, P. and Eloit, M. (1992). Round table on control of Aujeszky’s disease and vaccine development based on molecular biology. Veterinary Microbiology 33: 53-67. Stegeman, J.A., Elbers, A.R.W., Van Oirschot, J.T., Hunneman, W.A., Kimman, T.G. and Tielen, M.J.M. (1995). A retrospective study into charateristics associated with the seroprevalence of pseudorabies virus-infected breeding pigs in vaccinated herds in the Southern Netherlands. Preventive Veterinary Medicine 22(4): 273-283. Tielen, M.J.M., Brus, D.H.J., Van Exsel, A.C.A., Akkermann, J.P.W.M. and Rondhuis, R.R. (1980). Vaccinatie van mestbiggen tegen Ziekte van Aujeszky. Tijdschr. Diergeneesk 105: 826-834. Vannier, P. (1985). Experimental infection of fattening pigs with pseudorabies (Aujeszky’s disease) virus: efficacy of attenuated live- and inactivated virus vaccines in pigs with or without passive immunity. American Journal of Veterinary Research 46: 1498-1502. Vannier, P., Hutet, E., Bourgueil, E. and Cariolet, R. (1991). Level of virulent virus excreted by infected pigs previously vaccinated with different glycoprotein deleted Aujeszky’s disease vaccines. Veterinary Microbiology 29: 213-223. Wittmann, G., Jakubik, J. and Ahl, R. (1980). Multiplication and distribution of Aujeszky’s disease (pseudorabies) virus in vaccinated and non-vaccinated pigs after intranasal infection. Archives of Virology 66: 227-240. Wittmann, G., Ohlinger, V. and Hohn, U. (1982). Die vermehrung von Aujeszkyvirus (AV) in vakzinierten Schweinen nach experimenteller infektion mit holen und niederen Virusmengen. Zentbl. Vet. Med. B29: 24-30.