Large Animals Review, Anno 5, n. 3, Settembre 1999
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L’ANESTESIA DEI RATITI*
HUI-CHU LIN, DVM, MS
Auburn University
JEFF C. H. KO, DVM, MS
University of Florida
L’allevamento di struzzi, nandù ed emù si va diffondendo sempre più negli Stati Uniti. Il contenimento e la conduzione di
questi ratiti di grandi dimensioni (per effettuare indagini cliniche o somministrare farmaci) può essere pericoloso per i veterinari e per i pazienti, a causa della loro velocità, della loro abilità nel calciare e della forza dei loro arti. Un calcio sferrato da uno
struzzo adulto aggressivo può facilmente sventrare il conduttore. È preferibile lavorare con del personale, ad esempio i proprietari, che abbia esperienza nel trattare i ratiti adulti. Proprietari e conduttori possono anche fornire utili informazioni sul
temperamento dei singoli uccelli. L’immobilizzazione mediante contenimento farmacologico può essere necessaria per consentire al veterinario di valutare in tutta sicurezza il paziente ed effettuare gli opportuni interventi terapeutici. Il successo dell’anestesia dei ratiti si fonda sull’impiego di speciali tecniche di contenimento fisico, sulla conoscenza delle differenze anatomiche fra questi uccelli, sull’accurata selezione degli agenti anestetici e sull’attento monitoraggio dei segni vitali durante il periodo perioperatorio.
Summary
Ostriches, rheas, and emus are increasingly popular farm animals in the United States. Restraint and handling of these large
ratites (for examination or drug therapy) can be hazardous to veterinarians and patients because of their speed, kicking ability,
and leg strength; a kick from an aggressive adult ostrich can easily eviscerate its handler. It is best to work with personnel, such
as owners, who are experienced with the handling of adult ratites. Owners and handlers can also provide valuable information
concerning the temperament of individual birds. Immobilization by means of chemical restraint may be required to permit the
practitioner to safely evaluate the patient and provide therapeutic intervention. Successful anesthetic management of ratites requires the use of special techniques to perform physical restraint, a knowledge of the anatomic differences among these birds,
careful selection of anesthetic agents, and vigilant monitoring of vital signs during the perioperative period.
L’allevamento dei ratiti di grandi dimensioni - struzzi,
emù e nandù - è diventato molto popolare negli Stati Uniti. A causa della velocità, della forza degli arti e della capacità nel calciare di questi uccelli, afferrarli e contenerli per
effettuare delle indagini cliniche o somministrare dei farmaci è potenzialmente pericoloso sia per il paziente che
per il veterinario. Per consentire a quest’ultimo di condurre senza rischi la valutazione del soggetto ed eseguire gli
opportuni interventi terapeutici, è spesso necessario ricorrere all’immobilizzazione mediante contenimento farmacologico. Nel presente lavoro vengono descritti il contenimento fisico e l’anestesia dei ratiti.
*Da “The Compendium on Continuing Education for the Practicing
Veterinarian” Vol. 19, N. 4, aprile 1997, 127. Con l’autorizzazione dell’Editore.
CONTENIMENTO FISICO
I ratiti giovani (di peso inferiore a 15 kg) sono relativamente facili da contenere se l’operatore è esperto. Durante
l’induzione dell’anestesia attraverso una maschera facciale,
un pulcino di dimensioni ridotte può essere avvolto in un
telo e bloccato delicatamente con il braccio, esercitando
una lieve pressione manuale sul dorso per evitare che possa calciare liberamente o cadere (vedi riquadro). Un soggetto giovane di dimensioni maggiori, ma pur sempre trattabile, può essere contenuto ponendogli una mano sotto il
torace e l’altra sotto una zampa (vicino all’addome).
Quando l’uccello viene sollevato dal suolo per la prima
volta, si può inizialmente osservare un breve periodo di
eccitazione, in cui l’animale scalcia e si dibatte Dopo pochi
secondi, il paziente di solito accetta il contenimento e rilassa gli arti.
SPECIE MINORI
Riassunto
86
L’anestesia dei ratiti
Tabella 1
Premedicazione nei ratiti
CONTENIMENTO FISICO DEI RATITI
Pulcini
■ Avvolgerli con un telo
■ Contenerli delicatamente
■ Esercitare una pressione manuale sul dorso
Uccelli giovani
■ Utilizzare il contenimento manuale
(sotto il torace e sotto un arto)
■ Attendere qualche secondo finché gli arti non si
rilassano
DOSAGGIO
VIA DI
SOMMINISTRAZIONE
0,2-2,2 mg/kg
Intramuscolare
Medetomidina
100 µg/kg
Intramuscolare
Diazepam
0,3 mg/kg
Endovenosa
Midazolam
0,15 mg/kg
0,4 mg/kg
Endovenosa
Intramuscolare
0,1-0,2 mg/kg
0,25-0,50 mg/kg
Endovenosa
Intramuscolare
FARMACO
Xilazina
Acepromazina maleato
Adulti
■ Operare con personale esperto
■ Consultare il conduttore per conoscere il
temperamento dei singoli soggetti
■ Utilizzare un foglio di compensato o un
materassino imbottito per costringere il paziente
in un angolo
■ Avvicinarsi al paziente da dietro
■ Fare attenzione ai calci dell’animale
■ Coprire la testa dell’uccello
Immobilizzare i ratiti adulti è spesso difficile e pericoloso.
È consigliabile operare con l’aiuto di personale (ad esempio, il proprietario) che abbia familiarità con le tecniche di
conduzione di questi animali. Uno struzzo adulto può arrivare ad un’altezza di m 1,80 circa e un peso di 140 kg circa.
Questi animali possono muoversi molto rapidamente e sono
in grado di colpire col becco gli oggetti con molta precisione.1 Sono dotati di pericolose zampe tozze e con grandi dita, capaci di sferrare potenti calci in avanti. Un calcio di uno
struzzo adulto aggressivo può forare un fusto d’olio da 200
litri. Una simile forza può facilmente sventrare un conduttore. Bisognerà quindi rivolgersi a quest’ultimo o al proprietario per ottenere informazioni relative al temperamento dei
singoli animali.1 Tutte le procedure che prevedono l’esecuzione di manualità su uno struzzo adulto richiedono la collaborazione di almeno due operatori che si servano di un foglio di legno compensato o di un grosso materassino imbottito per costringere l’animale in un angolo.1
È consigliabile avvicinarsi ai ratiti da dietro, e con molta
cautela per evitare i calci. Può essere più facile e sicuro
contenere uno struzzo coprendogli la testa con un cappuccio o un panno.
PREMEDICAZIONE ED INDUZIONE
DELL’ANESTESIA
L’induzione dell’anestesia può essere effettuata con la
somministrazione di anestetici iniettabili, oppure servendosi di una maschera facciale e di agenti inalatori (Tabb. 1
e 2). I soggetti intrattabili, sia giovani che adulti, possono
richiedere una premedicazione con tranquillanti, sedativi
o neuroleptanalgesici per ridurre l’eccitazione e lo stress
causati dal contenimento fisico e garantire un’induzione
più dolce dell’anestesia.
Tabella 2
Agenti di induzione dell’anestesia dei ratiti
DOSE (mg/kg)
VIA DI
SOMMINISTRAZIONE
3-4
Intramuscolare
15-22
Intramuscolare
2,2
Intramuscolare
2,2-3,3
Endovenosa
0,5
0,2
Intramuscolare
Endovenosa
seguito entro
15-20 minuti da
Ketamina
4-6
Endovenosa
Tiletamina-zolazepam
3,5
Endovenosa
FARMACO
Xilazina
seguita entro
10 minuti da
Ketamina
Xilazina
seguita entro
15 minuti da
Ketamina
Diazepam
Prima di somministrare degli anestetici, è utili passare in
rassegna l’anamnesi, i risultati della visita clinica e quelli
degli esami di laboratorio (come l’emogramma ed il profilo
biochimico). Queste informazioni spesso condizionano la
scelta del protocollo anestetico e della terapia di supporto
da utilizzare. Può essere difficile e stressante effettuare un
esame clinico ed il prelievo di campioni da analizzare in uccelli non sedati e non abituati ad essere contenuti e sottoposti a manualità di vario tipo. In questi pazienti, la premedicazione con un tranquillante o un sedativo riduce notevolmente le complicazioni dell’anestesia e della chirurgia.
Nei ratiti è stata utilizzata, con risultati variabili, la xilazina cloridrato alla dose di 0,2-2,2 mg/kg. L’iniezione intramuscolare delle dosi più basse (0,2-1,1 mg/kg) induce
un effetto calmante; dosi più elevate (1,1-2,2 mg/kg) determinano una pronunciata sedazione o il decubito sternale.2 Gli autori hanno osservato soltanto una lieve sedazione
in seguito alla somministrazione intramuscolare di 2,2
mg/kg di xilazina in emù e struzzi adulti sani. La medetomidina (100 µg/kg), un agonista α2-adrenergico simile alla
xilazina ed alla detomidina, determina negli struzzi, in se-
guito all’iniezione intramuscolare, una lieve sonnolenza ed
una leggera atassia.3
Diazepam e midazolam, derivati benzodiazepinici, sono
gli ansiolitici più comunemente utilizzati negli uccelli da
compagnia.4 Nei ratiti, l’iniezione endovenosa di diazepam
(0,3 mg/kg) viene utilizzata per ottenere un effetto calmante durante il risveglio dall’anestesia generale. Negli uccelli che sono stati immobilizzati con etorfina, carfentanil,
ketamina o tiletamina/zolazepam, il risveglio è spesso caratterizzato da agitazione ed autotraumatismo. L’iniezione
endovenosa di diazepam riduce al minimo questo comportamento pericoloso e promuove un risveglio dolce.2 Il midazolam è una benzodiazepina idrosolubile ad azione breve. A differenza del diazepam, quando viene somministrato per via intramuscolare provoca scarse reazioni algiche o
irritazioni tissutali.5 Le dosi di 0,15 mg/kg per via endovenosa e 0,4 mg/kg per via intramuscolare, utilizzate per la
premedicazione, determinano una buona sedazione ed il
decubito sternale, rispettivamente, in uno struzzo di 70 kg
ed in un emù adulto.2
L’acepromazina maleato viene spesso utilizzata in associazione con altri anestetici alle dosi di 0,1-0,2 mg/kg per via
endovenosa e di 0,25-0,5 mg/kg per via intramuscolare. La
somministrazione di questo agente può causare un aumento
della salivazione e deprimere la termoregolazione; ciò nonostante, il farmaco induce un rilassamento muscolare migliore degli altri sedativi e tranquillanti oggi disponibili.2
Gli autori hanno utilizzato un neuroleptanalgesico che
associa per via intramuscolare la xilazina (1,1-2,2 mg/kg)
ed il butorfanolo (0,11-0,22 mg/kg) per indurre una
profonda sedazione ed il decubito sternale negli emù e negli struzzi adulti da sottoporre ad interventi di minore entità (ad esempio, esame clinico, radiografie, esofagostomia
e rimozione di fissatori) (Fig. 1). Questa associazione riduce notevolmente lo stress causato dalle manualità e dal
contenimento e facilita la somministrazione di anestetici
endovenosi o inalatori.
Apparentemente, i nandù sono più resistenti all’associazione xilazina/butorfanolo rispetto agli emù e agli struzzi.
Per ottenere un analogo grado di sedazione nei nandù, sono necessarie dosi più elevate di ciascun farmaco (2,2-2,75
mg/kg di xilazina e 0,22-0,55 mg/kg di butorfanolo). Questa differenza nel dosaggio necessario per la sedazione può
essere correlata alla taglia più piccola, al metabolismo più
elevato ed al comportamento eccitabile di questi animali.6
Gli autori raccomandano di somministrare inizialmente ai
nandù le dosi più elevate di xilazina e butorfanolo utilizzate negli emù e negli struzzi. Se non si ottiene una sedazione del grado desiderato entro 5-10 minuti, si può somministrare la metà della dose originale di ciascun farmaco.
Per indurre sedazione, immobilizzazione e/o anestesia
nei ratiti sono stati utilizzati vari anestetici iniettabili (pentobarbital, alfaxalone-alfadolone, ketamina, tiletamina-zolazepam, etorfina e carfentanil).2,3,7–12 Nessuno di questi
agenti consente di ottenere un contenimento ideale quando viene utilizzato da solo. I farmaci dotati di effetto farmacologico sinergico sono generalmente adatti ad essere
associati per determinare gli effetti desiderati. La dose necessaria per ognuno di essi viene quindi ridotta, determinando una diminuzione del potenziale di induzione di effetti collaterali indesiderati che si avrebbero utilizzando
una dose maggiore di un singolo agente.
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FIGURA 1 - Uno struzzo sedato con un’associazione di xilazina e butorfanolo.
Per indurre l’immobilizzazione degli struzzi adulti e degli emù sono stati utilizzati i barbiturici (ad esempio, il
pentobarbital).3,7 Tuttavia, questi anestetici sono considerati indesiderabili per l’impiego nei ratiti per le seguenti
ragioni: (1) hanno un ristretto margine di sicurezza; (2) determinano irritazione e necrosi tissutale se vengono somministrati per via intramuscolare o sottocutanea; (3) per la
somministrazione intravascolare è necessario il completo
contenimento del paziente e (4) spesso, durante il periodo
di induzione si osservano apnea ed un violento e traumatico stadio di eccitazione.2
È stato ipotizzato che l’alfaxalone-alfadolone, un anestetico steroideo, induca una soddisfacente sedazione e sia
l’anestetico d’elezione per i trampolieri (ad esempio, gru e
fenicotteri) nei casi in cui è necessario ottenere un rapido
risveglio ed un pronto recupero della forza muscolare degli arti per evitare l’autotraumatismo.13 Quando viene somministrato per via endovenosa ai pulcini di struzzo da sottoporre ad esame radiologico, l’alfaxalone-alfadolone, secondo quanto segnalato in letteratura, richiede grandi e
frequenti aumenti progressivi della dose per mantenere
l’anestesia per lunghi periodi. Rispetto all’alfaxalone-alfadolone da solo, un’associazione di questo agente con xilazina e ketamina induce un’anestesia di durata ragionevole
e un risveglio più dolce nei pulcini di struzzo.8
La ketamina è un anestetico diffuso nelle specie aviari per
la sua rapida insorgenza di azione, l’ampio margine di sicurezza e la velocità del risveglio. Tuttavia, determina scarsa
analgesia e rilassamento muscolare. Gli uccelli possono manifestare flutter, tremori ed anche convulsioni ed autotraumatismo durante il risveglio. La ketamina viene quindi generalmente associata a xilazina, diazepam o altri tranquillan-
SPECIE MINORI
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L’anestesia dei ratiti
ti per determinare un’induzione ed un risveglio dolci e migliorare il rilassamento muscolare.2,6,14 L’impiego di xilazina
e ketamina è stato suggerito per gli uccelli sani; in quelli debilitati e depressi si devono utilizzare diazepam e ketamina.
Con l’associazione xilazina-ketamina, l’iniezione intramuscolare di xilazina (3-4 mg/kg) va praticata 10 minuti
prima di quella della ketamina (15-22 mg/kg). L’induzione
è solitamente dolce. Se per il mantenimento dell’anestesia
si utilizza l’isofluorano, è prudente monitorare strettamente i segni vitali. Le alte dosi di xilazina e ketamina utilizzate possono determinare rallentamento della frequenza cardiaca, abbassamento della pressione arteriosa ed inadeguata ventilazione. Per abbreviare il periodo di risveglio, può
essere necessario antagonizzare la xilazina con la somministrazione endovenosa di ioimbina (0,125 mg/kg) o tolazolina (2-4 mg/kg).
Si può somministrare una dose più bassa di xilazina per
via intramuscolare (2,2 mg/kg) 15 minuti prima della ketamina (2,2-3,3 mg/kg). Gli uccelli cadono in decubito entro
30-60 secondi. In 15-25 minuti, la ketamina iniettata per
via endovenosa viene eliminata; l’anestesia può essere mantenuta con un anestetico inalatorio oppure con ripetute
somministrazioni di piccole quantità di ketamina per via
endovenosa.2 Con un protocollo basato sull’impiego di diazepam e ketamina, il primo (0,5 mg/kg IM o 0,2 mg/kg IV)
viene somministrato 15-20 minuti prima della seconda (4-6
mg/kg IV). L’isoflurano è l’anestetico inalatorio d’elezione
per il mantenimento dell’anestesia nei pazienti depressi.15
La tiletamina/zolazepam, che rappresenta un’associazione 1:1 di un derivato dissociativo (tiletamina) e di un tranquillante benzodiazepinico (zolazepam), può essere somministrata per via endovenosa o intramuscolare. In quest’ultimo caso, l’iniezione di 4-5 mg/kg negli struzzi adulti e di
12-22 mg/kg nei nandù consente di ottenere un’anestesia
eccellente; negli emù trattati con una dose di 15 mg/kg per
effettuare l’esame degli arti è stato necessario un ulteriore
contenimento fisico.16 Quando viene somministrata agli
struzzi adulti per via intramuscolare alla dose di 5-20
mg/kg, la tiletamina/zolazepam induce un’immobilizzazione insoddisfacente associata a violenti calci, scuotimenti
della testa, del collo e del corpo e gravi danni oculari.11
Anche se è stata suggerita la somministrazione endovenosa di tiletamina/zolazepam per ottenere un’induzione
rapida e dolce e un risveglio moderato,17 in letteratura è
stato descritto un violento risveglio di uno struzzo dopo la
somministrazione di 3,7 mg/kg di questa associazione IV.12
Secondo l’esperienza dell’autore, 3,5 mg/kg di tiletamina/zolazepam per via endovenosa, con o senza preanestesia mediante xilazina/butorfanolo, consentono di ottenere
un’induzione dolce; gli uccelli di solito assumono il decubito sternale entro 1 minuto. Con la somministrazione di
questa dose di tiletamina/zolazepam, si può effettuare facilmente l’intubazione orotracheale. Immediatamente dopo la sospensione dell’erogazione dell’isofluorano, si effettua l’iniezione endovenosa di diazepam (0,3 mg/kg) per
ottenere un effetto calmante ed un risveglio dolce.
Per facilitare l’esame, il trattamento ed il trasporto degli
struzzi e dei casuari è stata utilizzata l’etorfina.9,18 Anche in
seguito alla somministrazione di dosi elevate, il farmaco
non determina un’adeguata immobilizzazione in questi uccelli.18 Le associazioni di acepromazina maleato o acepromazina maleato/xilazina con l’etorfina determinano un ef-
fetto sedativo maggiore di quello ottenibile con ciascun farmaco da solo. Quando insieme all’etorfina è stata utilizzata
la ketamina, l’associazione ha operato in modo sinergico
producendo un’immobilizzazione rapida ed affidabile.9,18
La somministrazione intramuscolare di carfentanil (0,30,5 mg/kg), un potente oppiaceo di sintesi, induce una
sufficiente immobilizzazione degli struzzi dopo la cessazione dell’agitazione iniziale e dei movimenti frenetici. Apparentemente, il principale ostacolo all’uso del carfentanil
era la prolungata apnea, che imponeva la ventilazione a
pressione positiva intermittente.12
Le sedi d’elezione per l’iniezione intramuscolare sono i
muscoli del dorso o quelli delle zampe. È sufficiente un ago
da 1” e 20 G. Negli struzzi, per le iniezioni endovenose è
possibile utilizzare la vena giugulare destra o la vena brachiale. Negli emù e nei nandù, quest’ultima è inaccessibile
a causa delle ali rudimentali. Dopo l’induzione dell’anestesia, è necessario applicare un catetere endovenoso per la
fluidoterapia e i trattamenti farmacologici d’emergenza.19
MANTENIMENTO DELL’ANESTESIA
Nei ratiti, gli anestetici inalatori d’elezione sono l’alotano e l’isofluorano. Quest’ultimo viene utilizzato più frequentemente del primo per la sua capacità di determinare
rapidamente l’induzione ed il risveglio grazie alla bassa liposolubilità ed alla metabolizzazione epatica20 (Fig. 2). Per
gli uccelli di piccola taglia (di peso inferiore a 7 kg) è necessario utilizzare un circuito di tipo pediatrico o senza rirespirazione (ad esempio quello coassiale di Bain o quello
a gomito di Norman) per ridurre la resistenza ed il lavoro
della respirazione. Per gli emù adulti, i nandù e gli struzzi
che pesano meno di 150 kg si possono utilizzare i circuiti
standard per piccoli animali. Gli uccelli di peso superiore
a 150 kg richiedono circuiti da grossi animali.
L’intubazione orotracheale degli uccelli risulta facile
perché la laringe è ben sviluppata, l’epiglottide è assente e
la glottide è grande ed accessibile. Anche se nei ratiti gli
anelli tracheali sono circolari e completi, è necessario utilizzare un tubo a palloncino di dimensioni adeguate per
garantire la completa tenuta ermetica del sistema e consentire un efficace controllo della ventilazione in caso di necessità. Gli emù ed i nandù adulti richiedono tubi orotra-
FIGURA 2 - Un emù durante il risveglio dall’anestesia con isofluorano.
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TRATTAMENTO INTRAOPERATORIO
Dopo l’induzione dell’anestesia, è possibile inserire un catetere permanente nella vena giugulare destra per somministrare per via endovenosa fluidi o farmaci. Nei ratiti, la vena
giugulare sinistra è significativamente più piccola di quella
destra ed abbastanza difficile da incannulare. Per monitorare continuamente il ritmo cardiaco durante l’anestesia, si utilizza un elettrocardiogramma in II derivazione. La frequenza cardiaca normale nei ratiti adulti anestetizzati è di 40-60
battiti/minuto.13 Una frequenza più lenta può indicare
un’eccessiva profondità dell’anestesia; può essere necessario
diminuire la concentrazione dell’anestetico e somministrare
un anticolinergico (come l’atropina o il glicopirrolato).
La pressione arteriosa può essere misurata indirettamente attraverso un apparecchio oscillometrico; il manicotto gonfiabile viene posto a livello dell’arteria tarsometatarsica al di sotto del garretto. La pressione arteriosa negli
uccelli anestetizzati varia a seconda della profondità dell’anestesia, degli agenti utilizzati e delle malattie preesistenti.
Non sono disponibili i valori normali nei ratiti svegli, non
sedati ed in stazione. Ciò nonostante, il riscontro di una
pressione arteriosa media inferiore a 60-70 mm Hg durante l’anestesia richiede i seguenti interventi correttivi: diminuzione della profondità dell’anestesia, aumento dell’infusione di fluidi per via endovenosa e somministrazione di
un agente inotropo (ad esempio, la dobutamina) o un vasopressore (ad esempio, la dopamina).
La frequenza respiratoria normale nei ratiti è di 20-30 atti/minuto e l’anestesia profonda rallenta la respirazione
spontanea. L’ipercapnia che deriva dall’inadeguata ventilazione può indurre aritmie cardiache. Quando durante l’anestesia risulta evidente l’ipoventilazione, è possibile ricorrere
alla ventilazione manuale (2-4 atti/minuto) o controllata.
grande solo quanto basta per permettere all’uccello di restare in decubito sternale. Per consentire una ventilazione
appropriata, il collo va mantenuto esteso. Il tubo orotracheale va lasciato in posizione fino alla ricomparsa del riflesso della tosse o della deglutizione.
Durante il periodo di risveglio i pazienti devono essere
costantemente osservati. Se il processo diviene violento o
autolesivo, si deve prendere in considerazione l’ulteriore
somministrazione di diazepam o altri tranquillanti.
Note sugli autori
Il Dr. Lin è affiliato al Department of Large Animal Surgery and Medicine, College of Veterinary Medicine, Auburn
University, Auburn, Alabama. Il Dr. Ko appartiene al Department of Large Animal Clinical Sciences, College of Veterinary Medicine, University of Florida, Gainesville, Florida.
Entrambi sono Diplomate of the American College of Veterinary Anesthesiologists.
Bibliografia
1.
2.
3.
4.
5.
6.
7.
8.
9.
10.
11.
12.
13.
14.
15.
16.
RISVEGLIO DALL’ANESTESIA
Nei ratiti adulti, il risveglio dall’anestesia generale è un
momento critico; in questa occasione, sono relativamente
comuni i fenomeni di autotraumatismo. Gli uccelli di piccole dimensioni possono essere avvolti in un telo o una coperta e trattenuti fino a che non sono in grado di restare in
piedi e camminare. L’area di risveglio dei ratiti adulti deve
essere imbottita, buia e tranquilla. La zona deve essere
17.
18.
19.
20.
Jensen JM, Johnson JH, Weiner ST: Physical restraint, in Husbandry
and Medical Management of Ostriches, Emus, and Rheas. College Station, TX, Wildlife and Exotic Animal Teleconsultants, 1992, pp 107-109.
Jensen JM, Johnson JH, Weiner ST: Anesthesia, in Husbandry and
Medical Management of Ostriches, Emus, and Rheas. College Station,
TX, Wildlife and Exotic Animal Teleconsultants, 1992, pp 111-115.
Burger RE, Nye PCG, Powell FL, et al: Response to CO2 of intrapulmonary chemoreceptors in the emu. Resp Physiol 28:315-324, 1976.
Wheler C: Avian anesthetics, analgesics, and tranquilizers. Semin
Avian Exot Pet Med 2:7-12, 1993.
Garzone PD, Kroboth PD: Pharmacokinetics of the newer benzodiazepines. Clin Pharm 16:337-364, 1989.
Lin HC, Todhunter PG, Powe TA, et al: Clinical anesthesia in ratites.
JAVMA, accepted for publication.
Blackshaw GD: Immobilization of an adult ostrich for surgery. J Zoo
Anim Med 2:11-12, 1971.
Gandini GCM, Keffen RH, Burroughs REJ, et al: An anesthetic combination of ketamine, xylazine and alphaxalone alphadolone in ostriches
(Struthio camelus). Vet Rec 118: 729-730,1986.
Stoskopf MJ, Beall FB, Ensley PK, et al: Immobilization of large ratites: Blue-necked ostrich (Struthio camelus austrealis) and doublewattled cassowary (Casuarius casuarius)—with hematologic and serum chemistry data. J Zoo Anim Med 13:160-168,1982.
Grubb B: Use of ketamine to restrain and anesthetize emus. VM SAC
78:247-248, 1983.
Heerden JV, Keffen PH: A preliminary investigation into the immobilizing potential of a tiletamine/zolazepam mixture, metomidate, a metomidate and azaperone combination and medetomidine in ostriches
(Struthio camelus). Tidsskr S Afr Vet Ver 62:114-117, 1991.
Cornick JL, Jensen J: Anesthetic management of ostriches. JAVMA
200:1661-1666, 1992.
Samour JH, Jones DM, Knight JA, et al: Comparative studies of the use
of some injectable anesthetic agenrs in birds. Vet Rec 115:611, 1984.
Alrman RB: Avian anesthesia. Compend Contin Educ Pract Vet
ll(1):38-42, 1980.
Harrsfield SM: Anesrhesia in ratites. Proc Am Coll Vet Surg: 392-394,
1993.
Gray CW, Bush M, Beck CC: Clinical experience using Cl-744 in chemical restraint and anesthesia of exotic specimens. J Zoo Anim Med
5:12-21, 1974.
Hammer RM: Ratite medicine and management. Proc Michigan VetCon 158-164, 1994.
Samour JH, Irwin-Davies J, Faraj E: Chemical immobilisation in ostriches (Struthio camelus) using etorphine hydrochloride. Vet Rec
127:575-576, 1990.
Stewart J: Ratites, in Ritchie BW, Harrison GJ, Harrison LR (eds):
Avian Medicine: Principles and Applications. Boca Raton, FL, Wingers
Publishing Co, 1994, pp 1284-1326.
Stoelting PK: Inhaled anestherics, in Pharmacology and Physiology in
Anesthetic Practice. Philadelphia, JB Lippincott Co, 1987, pp 35-68.
SPECIE MINORI
cheali da 6-8 mm; per gli struzzi adulti possono essere necessari quelli da 14-18 mm. Gli emù presentano una fenditura tracheale ventrale che si apre in una grande tasca sottocutanea localizzata 10-15 cm cranialmente all’ingresso
del torace. La tasca viene utilizzata dalle femmine per produrre un suono cupo. Durante la ventilazione a pressione
positiva, l’aria può essere diretta attraverso la fenditura e
nella tasca piuttosto che nei polmoni, riducendo l’efficacia
della ventilazione controllata. Quando si desidera questa
ventilazione, intorno al collo del paziente bisogna avvolgere un bendaggio autoadesivo iniziando dall’ingresso del torace e procedendo cranialmente. Durante la ventilazione
controllata, il volume tidalico deve essere fissato a 10-20
ml/kg, la frequenza respiratoria a 8-10 atti/minuto e la
pressione di inspirazione a 12-20 cm di acqua.12
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