Recenti acquisizioni sulla biologia ed epidemiologia della batteriosi

Misura 124.1 – Cooperazione per lo sviluppo di nuovi prodotti, processi e
tecnologie nei settori agricolo e alimentare, e in quello forestale.
Produrre kiwi in Piemonte nonostante la batteriosi:
linee tecniche e nuove strategie di difesa
Recenti acquisizioni sulla
biologia ed epidemiologia
della batteriosi dell’actinidia
Davide Spadaro
Università degli Studi di Torino
Pseudomonas syringae
Batterio
A bastoncello
Gram negativo
Aerobio obbligato
Presenta uno o più flagelli polari
Patovar di Pseudomonas syringae
57 patovar (Bull et al 2010)
Differenziazione a livello infrasubspecifico per patogenicità su determinate
specie di piante ospiti
• pv tomato
pomodoro
• pv phaseolicola
fagiolo
• pv tabaci
tabacco
Sistema di secrezione di tipo 3 (TTSS), include effettori:
o Geni hrp (risposta ipersensibile e patogenicità)
o Geni hop (hrp out proteins)
Apoplast
HR
DEFENSE
DISEASE
Nucleus
Il ciclo biologico
Primavera
Produzione dell’inoculo
Nuove infezioni: stomi
Estate
Moltiplicazione nei tralci
Fase stazionaria
Infezioni occasionali che
portano a maculature fogliari
Maculature fogliari
Avvizzimento delle gemme
Cancri sul trono e sui tralci
Infezioni secondarie Essudato bianco
Essudato rosso
Inverno
Sopravvivenza nei cancri
Moltiplicazione nei tessuti
vegetali
Autunno
Infezione avviene alla
caduta foglie (peduncolo)
e alla raccolta
Primavera
1°) AVVIZZIMENTO PRIMAVERILE
DA INFEZIONE INVERNALE
2°) AVVIZZIMENTO DI GEMME E
GERMOGLI DA INFEZIONE PRIMAVERILE
3°) AVVIZZIMENTO DI GIOVANI RAMI E
MIGRAZIONE SISTEMICA
Estate
COLONIZZAZIONE STOMATICA
FORMAZIONE DI CANCRI SU CORDONE E
TRONCO IN PIENA ESTATE
PENETRAZIONE ATTRAVERSO LE LENTICELLE
AUTUNNO
PENETRAZIONE, DOPO LA RACCOLTA, ATTRAVERSO
LE CICATRICI DEL PEDUNCOLO DEL FRUTTO
INVERNO
MIGRAZIONE
DAL
PEDUNCOLO
AL
RAMO
DURANTE
IL
PERIODO
INVERNALE / ESSUDATI (sverna nel tronco o nei residui colturali al suolo,
cancri, essudati)
Infezioni primarie e
secondarie
INFEZIONI PRIMARIE (esterne)
Avvengono attraverso le foglie, facilitate da
brina, vento e pioggia.
PSA-V penetra attraverso stomi, idatodi e
ferite.
Maculature fogliari, tra le venature
FASE ASINTOMATICA
INFEZIONI SECONDARIE (interne)
Dormienza, poi migrazione (inverno e inizio
primavera) e infezione sistemica attraverso lo
xilema.
Infezione di tronchi e tralci.
Cancri su tronchi e tralci.
Essudati bianchi (batteri)
Essudati rossastri (composti fenolici del kiwi)
Penetrazione
Psa-V penetra attraverso ferite.
Fiori femminili
Stomi sulle foglie: primavera
Stomi e idatodi: estate
Lenticelle e gemme: autunno
Donati et al 2014
Diffusione
Materiale propagativo e polline (causa della pandemia)
Polline cinese contaminato entrato in NZ
NO frutti
Diffusione naturale (schizzi di pioggia, vento, api, bombi)
Tenere alveari 9 giorni prima di spostarli da zone infette a sane
Diffusione attraverso l’uomo (abiti, calzature, strumenti, macchinari)
Sopravvive anche per brevi periodi nell’acqua, nel suolo e sui residui colturali (2 mesi).
Vanneste et al.
Actinidieto di Latina
Essudati trasportati dal vento.
Fattori predisponenti: il clima
T ottimale 12-18°C
T superiori a 25°C: inibenti (processi di cicatrizzazione)
T inferiori: cresce più lentamente
Psa-V predilige clima umido e fresco.
Infezione favorita in autunno e in primavera.
Evasione durante l’inverno (essudati)
Fattori predisponenti:
eventi atmosferici e pratiche agronomiche
Gelate, Vento, Grandine, Pioggia.
o Evitare ferite provocate con le pratiche
agronomiche
o (legatura, potatura)
o Preferire forme di allevamento a maggiore
arieggiamento (vaso)
o Evitare eccessiva fertilizzazione azotata
Le gelate
Ferrante e Scortichini 2013
Moltiplicazione di Pseudomonas syringae pv. actinidiae (Psa) and P. syringae pv. syringae
(Pss) in Actinidia deliciosa e A. chinensis dopo gelata invernale.
A. deliciosa è più tollerante alle gelate di A. chinensis
Diffusione di Psa
(1 - 1992)
3 - 2008
1 - 1984
2 - 1992
4 - 2011
PSA biovar 1 – Giappone (solo A. deliciosa)
PSA biovar 2 – Corea (solo A. deliciosa)
PSA biovar 3 – Virulenti (A. deliciosa e A. chinensis)
PSA biovar 4 - Meno virulenti (solo macchie fogliari)
Un antenato comune
Common ancestor
Mc Kann et al 2013
Effettori e fitotossine
Molti geni acquisiti tramite HGT e fagi
Mc Kann et al 2013
Una rapida evoluzione
Cellule di PSA latenti in materiale vivaistico proveniente dalla Cina
Condizioni di stress favoriscono la competenza delle cellule batteriche ad
assumere DNA esogeno:
o carenze nutrizionali,
o presenza di composti antimicrobici nell’ospite,
o basse temperature (inverno 2007-08 in Lazio).
Perdita di elementi genetici mobili (con geni di avirulenza) permette un aumento
della virulenza
Trasferimento genico orizzontale
PSA-V: nuovo plasmide di 160 kb con geni di patogenicità, acquisito tramite HGT,
profago (simile in P.s. phaseolicola)
PSA-J: plasmide diverso di 50 kb
Rame, antibiotici, ferro, lignina
Cop A e CopB: possono conferire
resistenza al rame
CopA: spazio periplasmico
CopB: membrana esterna
CopR e CopS: maggiore resistenza al
rame, in Psa-J
Geni per resistenza ad antibiotici
Multidrug efflux pumps
Resistenza già osservata in Giappone
e Corea.
Siderofori efficienti per il ferro
Degradazione fenoli e lignina
(anche altre patovar associate ad
ospiti legnosi)
Psa piemontesi
Ceppo
309
34/10
36/10caso1
36/10caso2
314
313
38/10 A
39/10
229
41/11
74/10
310
CC1
CC2
CC5
CC6
PSA 1
PSA 3
PSA 8
PSA 9
QV2
QV3
QV4
QV5
RC1
RC2
RC4
RC6
RL1
RL2
RL4
RL5
BA3
Anno isolamento
2010
2010
2010
2010
2010
2010
2010
2010
2010
2010
2010
2010
2014
2014
2014
2014
2014
2014
2014
2014
2014
2014
2014
2014
2014
2014
2014
2014
2014
2014
2014
2014
2014
Provenienza
Alice Castello (VC)
Barge (CN)
Costigliole (AT)
Saluzzo (CN)
Verzuolo (CN)
Costigliole Saluzzo (CN)
Manta (CN)
Manta (CN)
Verzuolo (CN)
Carrù (CN)
Carrù (CN)
Alice Castello (VC)
Cavour (TO)
Cavour (TO)
Cavour (TO)
Cavour (TO)
Saluzzo (CN)
Saluzzo (CN)
Saluzzo (CN)
Saluzzo (CN)
Verzuolo (CN)
Verzuolo (CN)
Verzuolo (CN)
Verzuolo (CN)
Campiglione (TO)
Campiglione (TO)
Campiglione (TO)
Campiglione (TO)
Lagnasco (CN)
Lagnasco (CN)
Lagnasco (CN)
Lagnasco (CN)
Borgo D'Ale (VC)
12 ceppi 2010
21 ceppi 2014
Identificazione
Primers list used for identification of Pseudomonas syringae pv. actinidiae
Primer name
PsaF1
PsaR2
PsaF3
PsaR4
Sequence 5’-3’
TTTTGCTTTGCACACCCGATTTT
CACGCACCCTTCAATCAGGATG
ACCTGGTGAAGTTGGTCAGAGC
CGCACCCTTCAATCAGGATG
Reference
Rees-George et al. (2010)
Rees-George et al. (2010)
Rees-George et al. (2010)
Rees-George et al. (2010)
Variabilità genetica
Elementi ripetuti: microsatelliti e Enterobacterial Repetitive Intergenic Consensus (ERIC-PCR)
andom Amplification of Polymorphic DNA (RAPD-PRC)
MARCATORE
a24
XD5
OPB13
OPB10
OPL7
OPA21
ERIC*
SPH1
GTG55*
OPD20
Rep
Rep & RAPD-PCR
Primers list used for Rep and RAPD techniques
RAPD
Variabilità genetica: MLST
PSA9 (2014)
QV4 (2014)
38/10 (2010)
39/10 (2010)
RC4 (2014)
RL4 (2014)
LT23
cts gene
RC2 (2014)
229 (2010)
RL5 (2014)
CC5 (2014)
RL1 (2014)
BA3 (2014)
Cts CRA-FRU 5.1 (FN652857.1)
309 (2010)
74/10 (2010)
RM310
313 (2010)
RC6 (2014)
88
PSA8 (2014)
314 (2010)
VT511
RL2 (2014)
CC1 (2014)
PSA3 (2014)
QV2 (2014)
PSA1 (2014)
QV5 (2014)
310 (2010)
41/11 (2010)
RC1 (2014)
36/10 C2 (2010)
7286
CC6 (2014)
VT493
QV3 (2014)
CC2 (2014)
34/10 (2010)
36/10 C1 (2010)
K2 cts haplotype A
K11 cts haplotype A
Cts ICMP 9617 (FN651801.1)
0.0015
0.0010
0.0005
0.0000
Per il gene cts (citrato sintasi, gltA) viene mostrata la
suddivisione dei ceppi in funzione dell’appartenenza ai
diversi aplotipi (aplotipo A per i ceppi Korea e Giappone) e
aplotipo I per i ceppi di Psa italiani in accordo con la
letteratura.
Per l’aplotipo I si presenta una citosina in posizione 251 e
431, mentre pe l’aplotipo A la citosina in posizione 251 è
rimpiazzata da una timina, e la citosina in posizione 431 è
rimpiazzata da una adenina
Variabilità genetica: MLST
Pseudomonas syringae pv. actinidiae strain 39/10 (2010)
Pseudomonas syringae pv. actinidiae strain CC6 (2014)
Pseudomonas syringae pv. actinidiae strain BA3 (2014)
Pseudomonas syringae pv. actinidiae strain 309 (2010)
Pseudomonas syringae pv. actinidiae strain 36/10c1 (2010)
Pseudomonas syringae pv. actinidiae strain VT511
Pseudomonas syringae pv. actinidiae strain RL1 (2014)
Pseudomonas syringae pv. actinidiae strain 313 (2010)
Pseudomonas syringae pv. actinidiae strain CFBP 7286
Pseudomonas syringae pv. actinidiae strain RL5 (2014)
Pseudomonas syringae pv. actinidiae strain 74/10 (2010)
Pseudomonas syringae pv. actinidiae strain VT493
HopA1 gene (differenzia le biovar)
Pseudomonas syringae pv. actinidiae strain PSA9 (2014)
Pseudomonas syringae pv. actinidiae strain QV5 (2014)
Pseudomonas syringae pv. actinidiae strain RC4 (2010)
18
Pseudomonas syringae pv. actinidiae strain RM310
Pseudomonas syringae pv. actinidiae strain 36/10c2 (2010)
Pseudomonas syringae pv. actinidiae strain CC1 (2014)
Pseudomonas syringae pv. actinidiae strain 34/10 (2010)
Pseudomonas syringae pv. actinidiae strain 310 (2010)
K2 (Corea) e K11 (Giappone):
non c’è il gene
Pseudomonas syringae pv. actinidiae strain CC2 (2014)
Pseudomonas syringae pv. actinidiae strain RC2 (2014)
Pseudomonas syringae pv. actinidiae strain QV2 (2014)
16
Pseudomonas syringae pv. actinidiae strain LT23
Pseudomonas syringae pv. actinidiae strain RC1 (2014)
Pseudomonas syringae pv. actinidiae strain RC6 (2014)
Pseudomonas syringae pv. actinidiae strain 229 (2010)
Pseudomonas syringae pv. actinidiae strain PSA3 (2014)
22
Pseudomonas syringae pv. actinidiae strain 314 (2010)
Pseudomonas syringae pv. actinidiae strain RL4 (2014)
Pseudomonas syringae pv. actinidiae strain CC5 (2014)
Pseudomonas syringae pv. actinidiae strain CC5 (2014)
Pseudomonas syringae pv. actinidiae strain 38/10 (2010)
Pseudomonas syringae pv. actinidiae strain 41/11 (2010)
Pseudomonas syringae pv. actinidiae strain 38/10 (2010)
Pseudomonas syringae pv. actinidiae strain 41/11 (2010)
Pseudomonas syringae pv. actinidiae strain PSA1 (2014)
Pseudomonas syringae pv. actinidiae strain PSA1 (2014)
Pseudomonas syringae pv. actinidiae strain QV3 (2014)
Pseudomonas syringae pv. actinidiae strain QV4 (2014)
56
Pseudomonas syringae pv. actinidiae strain PSA8 (2014)
Pseudomonas syringae pv. actinidiae strain QV3 (2014)
Pseudomonas syringae pv. actinidiae strain QV4 (2014)
44
Pseudomonas syringae pv. actinidiae strain RL2 (2014)
0.0015
0.0010
0.0005
0.0000
Pseudomonas syringae pv. actinidiae strain PSA8 (2014)
Pseudomonas syringae pv. actinidiae strain RL2 (2014)
Virulenza di Psa piemontesi in vitro
Media 2010
1,21
Media 2014
1,94
Virulenza di Psa piemontesi in vivo
Media 2010
2,19
Media 2014
3,18
Affidabilità del biosaggio in vitro
R2= 0,85228
Riduzione dei sintomi: pianta, batterio o clima?
Variabilità genetica dell’actinidia
Tolleranza a Psa
Presso il campo sperimentale
del CReSO (Manta - CN) sono
state messe a dimora 36
specie e varietà di actinidia
con la finalità di valutarne la
tolleranza a PSA .
Monitoraggio:
 20 marzo 2014
 8 maggio 2014
 4 giugno 2014
Sensibilità delle varietà/specie delle piante presenti, indicando con un valore compreso tra 0
e 10 la classe di danno di ogni pianta presente in campo: con il valore 0 si sono indicate le
piante completamente sane, con il valore 10 le piante ormai completamente disseccate, e
successivamente estirpate.
I valori tenevano conto del numero di macchie fogliari, della presenza di essudati su tralci,
cordoni o tronco, e del disseccamento di porzioni aeree della pianta.
Nuovi maschi in sviluppo
The New Zealand breeding programme has recently
released ‘Gold3’, an A. chinensis cultivar with greater
tolerance to bacterial canker, as a replacement for
‘Hort16A’.
FONTE KIWI VINE HEALTH
Grazie per
l’attenzione!
Attività svolta con il contributo del progetto “PRO.ACT.IN. - Tecnologie di PROduzione e
di lavorazione dell’ACTinidia INnovative nel contesto dell’emergenza causata da
Pseudomans syringae pv actinidiae” (PSR FEASR 2007/2013, Fondo Europeo per lo
Sviluppo Rurale, Misura 124, Azione 1) finanziato dalla Regione Piemonte e del
progetto “Contenimento della batteriosi dell’actinidia (Pseudomonas syringae pv.
actinidiae) in Piemonte” finanziario della Fondazione Cassa di Risparmio di Torino.