EUSO-IT15-garanazionale

Giochi di Anacleto 2014/2015
Prova Nazionale per la Certificazione delle Eccellenze
e la Selezione della Squadra Italiana
EUSO 2015
Padova, 24 Febbraio 2015
Strumenti per osservare
Scienze Fisiche e Scienze della Vita
tempo a disposizione
4 ore e 30 minuti
IV Gara Nazionale
Associazione per l'Insegnamento della Fisica
Dipartimento di Biologia Università di Padova
Istruzioni
Mentre lavori in laboratorio indossa il camice.
È assolutamente proibito bere o mangiare all’interno del laboratorio.
Hai a disposizione guanti e occhiali protettivi che dovrai indossare quando maneggi
le sostanze chimiche.
Quando avrai finito dovrai consegnare i fogli delle risposte e tutti i fogli di carta che
hai usato per scrivere, anche quelli di brutta copia. Su tutti i fogli deve essere
riportato il nome della tua scuola.
Tutti i risultati dovranno essere riportati nel foglio risposte del tuo gruppo o, quando
richiesto, su fogli di carta millimetrata.
Attenzione!
Saranno valutati solo i grafici, se richiesti, e quello che avrai scritto sul foglio
risposte.
Il gruppo può organizzare e distribuire il lavoro fra i tre componenti del gruppo nel
modo e nell’ordine che giudica più opportuno.
Leggendo il testo individua le informazioni che ti servono per condurre le attività e
dare le risposte alle domande. Tieni sempre conto del tempo che hai a disposizione.
Quando hai finito lascia tutto sul tavolo: non sei autorizzato a portare con te
nulla di ciò che hai trovato in laboratorio.
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Dipartimento di Biologia Università di Padova
Tema 1: scorre come l'acqua.
Presentazione
Tutti hanno potuto osservare che alcuni liquidi scorrono con maggiore facilità di altri; per esempio l'acqua
scorre attraverso un tubo assai meglio del miele. Ciò è dovuto all'attrito del liquido con le pareti del tubo,
alla viscosità (cioè all'attrito di ogni strato di liquido rispetto al liquido che gli scorre vicino) e ad altri effetti
di resistenza che insorgono nel caso che il liquido, scorrendo, formi dei vortici. Perché il liquido scorra
sempre alla stessa velocità, dunque, è necessaria una forza che spinga la massa liquida e faccia equilibrio a
tutti gli attriti; ci sarà allora una differenza di pressione ai due estremi del tubo e il liquido fluirà verso zone
dove la pressione è più bassa.
Se ai capi di un tubo con sezione costante nel quale scorre un liquido senza alcuna turbolenza si hanno le
pressioni p e p0, con p > p0 , il volume di liquido che attraversa il tubo nell'unità di tempo viene indicato con
Q e si chiama portata volumetrica del liquido. Q si può calcolare applicando la seguente legge di Poiseuille:
ΔV
r4 1
=Q= π
( p− p 0 )
Δt
8 L μ
(1)
dove si nota una costante numerica, π /8 , un termine che dipende dalle caratteristiche del tubo (il suo raggio
interno r e la sua lunghezza L) e dal termine µ che è il coefficiente di viscosità del liquido. La viscosità µ è
un parametro che varia sensibilmente con la temperatura.
L'esperimento
In questo esperimento misurerai il coefficiente di viscosità dell'acqua ricavandolo dalla legge di Poiseuille.
Per farlo dovrai misurare la portata volumetrica di un ago da siringa infisso orizzontalmente nella parete
laterale di una bottiglia di plastica contenente dell'acqua demineralizzata. All'estremità dell'ago che è esterna
alla bottiglia l'acqua risente della pressione atmosferica, pa , mentre all'estremità dell'ago interna alla bottiglia
la pressione si indicherà con p. Volendo che p si mantenga costante per un intervallo ragionevole di tempo
mentre l'acqua esce dall'ago useremo un dispositivo chiamato Bottiglia di Mariotte.
La bottiglia di Mariotte, schematizzata nella figura a lato, è un dispositivo che consente di mantenere
costante la pressione al livello del foro laterale A da cui esce il liquido. La bottiglia è tappata e nel tappo
viene inserito un tubicino che viene immerso nell'acqua della bottiglia fino ad
un livello B. La pressione al livello A si mantiene costante fino a quando il
livello del liquido nel recipiente rimane al di sopra della base B del tubicino
inserito nel tappo della bottiglia.
Mentre il liquido fuoriesce, bolle d'aria entrano nella bottiglia attraverso il
tubicino inserito nel tappo e regolano la pressione nella zona della bottiglia
sovrastante il liquido. La pressione al livello B alla base del tubicino rimane
così costantemente uguale alla pressione atmosferica pa.
La pressione al livello A del foro di uscita del liquido è p = pa + ρgh
(2)
dove h è la distanza fra il livello B e il livello A, g l'accelerazione di gravità e ρ la densità del liquido
presente nella bottiglia.
In base alla (2) la differenza fra le pressioni ai capi dell'ago di siringa è
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p− pa = p a +ρ gh− p a=ρ gh
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Se vogliamo scrivere la portata volumetrica di uscita del liquido dall'ago sostituiremo nella formula della
legge di Poiseuille (1) questa espressione per la differenza delle pressioni ai capi dell'ago
(3)
ΔV π r4 1
Q=
Δt
=
ρgh
8 Lμ
Date le caratteristiche costruttive dell'ago, diametro interno e lunghezza, la densità dell'acqua
demineralizzata si ricaverà dalle tabelle accluse al Foglio Risposte dopo averne misurato la temperatura.
Verranno inoltre misurati direttamente i valori di h (vedi la figura nella pagina precedente) e del volume di
acqua uscito dall'estremità dell'ago nell'intervallo di tempo ∆t.
Materiali a disposizione
•
•
•
Bottiglia con tubicini e ago da siringa fissati in posizione. Ago da
siringa (raggio interno: r = 0.042 cm; lunghezza: L = 4.0 cm)
Supporto di legno per appoggiarvi la bottiglia
Cronometro (± 0.01 s)
Avvertenze per l'uso del cronometro. Conviene provare lo strumento per
impratichirsi prima di iniziare a prendere le misure. La modalità corretta di
misura è già selezionata e non va cambiata. Il tasto al centro con scritto
<mode> non va toccato: basterà avviare le misure col tasto a destra e
fermarle premendo una volta lo stesso tasto. Si azzera il cronometro
premendo una volta il tasto a sinistra.
•
•
Righello (± 0.1 cm)
Bilancia (± 0.01 g) su banco di servizio
•
Termometro (± 1 °C)
M,,,,,,,,,,,,,,,
M cannula, P ago da siringa,
C tubicino trasversale
Avvertenze di sicurezza nell'uso del termometro. Un termometro a
mercurio è strumento preciso ma fragile che va usato con cautela per
evitarne la rottura. Se il termometro dovesse rompersi la fuoriuscita del
mercurio potrebbe causare danni alla salute di chi si trova nelle vicinanze.
Lo strumento va riposto nella custodia immediatamente dopo l'uso e
tenuto al sicuro in luogo protetto da urti e dal pericolo di cadere a terra.
•
•
•
•
•
Acqua demineralizzata (2 litri in bottiglie di vetro)
Un imbuto
Un becher ed una vaschetta
Cubetti di polistirene che fungeranno da tappi
Un pennarello a punta fine
1.
Esecuzione e raccolta dei dati
Note:
•
la bottiglia è un oggetto che consente buoni risultati di misura ma va trattato con cura, senza
manipolarla troppo e sostenendola mediante il tappo che la chiude e il tratto di tubo trasversale che,
per questo motivo, si è lasciato sporgere.
•
poiché la viscosità varia sensibilmente con la temperatura sarà opportuno che l'acqua rimanga a
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temperatura costante: non manipolare più dello stretto necessario la bottiglia ed il bicchiere e prendi
le misure senza perdere tempo.
•
Ricordati di indicare le incertezze strumentali delle misure prese direttamente.
1. Pesa il becher ed annotane la massa sul Foglio Risposte.
2. Usa uno dei cubetti di polistirene per tappare l'ago. Registra sul Foglio Risposte l'ora di inizio della
tua attività di raccolta dati.
3. Riempi la bottiglia con acqua demineralizzata fino a circa ¾ del suo volume. Usando il termometro
con prudenza ed attenzione misura la temperatura dell'ambiente in cui si trova la tua bottiglia, T0 e
la temperatura T dell'acqua, riponi subito il termometro nel suo astuccio e mettilo in posto sicuro.
Riporta i risultati sul foglio risposte. Tappa la bottiglia facendo attenzione a non sollecitare con urti
la cannula inserita nel tappo.
4. Ora dovrai determinare la misura di h (vedi il paragrafo <L'Esperimento> con la descrizione della
bottiglia di Mariotte). Per fissare la posizione che corrisponde ad h=0 fai scorrere lentamente e
ruotandola la cannula fino a toccare il tubo trasversale che si trova verso il fondo della bottiglia
(figura 1). Segna col pennarello resistente all'acqua la base della cannula che sporge dal tappo della
bottiglia. (figura 2 Nella figura al posto del tratto col pennarello è stato applicato un pezzetto di
nastro adesivo) Quando solleverai la cannula ad una distanza h dal tubicino trasversale potrai
misurare il valore h direttamente dal punto di uscita della cannula dal tappo al segno che hai fatto.
(figura 3)
h
Figura 1
Figura 2
5. Ora sposta la cannula in alto di un tratto h 1. Tieni conto del fatto che dovrai
ripetere la misura per sei volte. Ogni volta, partendo dall’altezza maggiore h 1,
abbasserai la cannula, ruotandola delicatamente e ottenendo così valori diversi
di h. Misura h1 e riporta il valore trovato nella tabella TAB1.1 del Foglio
Risposte.
Quando toglierai il tappo l'acqua uscirà dall'ago con un fiotto iniziale, ma puoi ottenere
valori validi solo se l'acqua ha un flusso costante. Per questo dovrai raccogliere nel
vassoio l'acqua che schizza all'inizio e quando il flusso diventa regolare tapperai di
nuovo, con delicatezza, l'ago.
h
Figura 3
6. Disponi sotto alla punta dell'ago il becher ben asciutto e pulito e, operando simultaneamente, togli il
tappo e fai partire il cronometro. Dovrai far passare da tre a cinque minuti, tanti da raccogliere
abbastanza acqua nel becher: ricordati di osservare sempre che il livello dell'acqua nella bottiglia
non vada sotto alla base della cannula. Dopo un opportuno intervallo di tempo ferma il flusso
dell'acqua tappando l'ago e interrompi simultaneamente il cronometro. Riporta nella TAB 1.1 del
Foglio Risposte il valore dell'intervallo di tempo t1 durante il quale l'acqua ha sgocciolato nel becher.
7. Vai alla bilancia e misura la massa M del becher con l'acqua dentro. Riporta il valore di M nella
tabella TAB 1.1 del Foglio Risposte.
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8. Misura subito la temperatura dell'acqua nel bicchiere TB e riponi immediatamente il termometro con
le avvertenze di sicurezza indicate prima. Riporta il valore di TB nella tabella TAB 1.1 del Foglio
Risposte. Asciuga accuratamente con la carta del rotolo il becher.
9. Ripeti per altre cinque volte le operazioni da 5. a 8. spostando ogni volta opportunamente più in
basso la cannula inserita nel tappo della bottiglia per avere valori diversi di h.
10. Misura la temperatura T'0 dell'ambiente e la temperatura dell'acqua rimasta nella bottiglia, T'. Riporta
il risultato sul Foglio Risposte. Riponi il termometro nella custodia e mettilo in luogo protetto da urti
e cadute. Registra l'ora (e i minuti) in cui hai finito di prendere le misure e riporta il dato sul Foglio
Risposte.
Ora dovrai elaborare i valori che hai ottenuto da misure dirette per trovare il valore sperimentale della
viscosità dell'acqua demineralizzata nelle tue condizioni di misura. Farai riferimento alla legge di Poiseuille
come viene espressa nella formula (3).
11. Per tutte le misure che hai preso calcola le masse d'acqua m che sono state raccolte nel becher;
riportale nella TAB 1.2 del Foglio Risposte. In questa tabella userai le unità di misura del sistema in
cui si misurano lunghezze in cm, masse in g e tempo in s. Esempio: per la forza avremmo [g·cm·s-2] .
12. Usa la tabella allegata al Foglio Risposte per trovare il valore della densità dell'acqua alla
temperatura delle tue misure. Trova il fattore moltiplicativo per passare dalla densità misurata in
kg·m-3 alla densità misurata in g·cm-3. Riporta il calcolo nel riquadro 1.12 del Foglio Risposte Per
ciascuna misura eseguita riporta i valori della densità dell'acqua misurata in g ·cm-3 nella prevista
colonna della TAB 1.2 sul Foglio Risposte.
13. Calcola il volume d'acqua uscita dall'ago in ciascuna misura. Riporta il procedimento di calcolo che
seguirai nel riquadro 1.13 del Foglio Risposte. Calcola i valori numerici del volume per ciascuna
misura e riportali nell'apposita colonna della TAB 1.2 del Foglio Risposte. Fai attenzione alle unità
di misura.
14. Per tutte le misure che hai preso calcola i valori della portata volumetrica Q e riportali nella TAB 1.2
del Foglio Risposte.
15. Calcola l'incertezza dQ propagata dall'incertezza strumentale ai valori della portata Q e riporta i
risultati nella colonna apposita della TAB1.2
16. Rispondi alle domande poste nei riquadri 1.16.1 e 1.16.2 del Foglio Risposte.
17. Sul foglio di carta millimetrata traccia in un diagramma cartesiano hOQ il grafico della portata
volumetrica Q in funzione della distanza h della base della cannula dal livello di uscita dell'acqua.
Portata e altezza vanno espresse nel sistema di sottomultipli del SI in cui le lunghezze sono misurate
in centimetri e le masse in grammi.
18. Traccia una linea retta che a tuo giudizio approssima bene i punti del grafico.
19. Usa i dati delle due tabelle ed il grafico per determinare la misura della viscosità dell'acqua. Descrivi
il procedimento che userai nel riquadro 1.19 e successivamente riporta i calcoli e il risultato
numerico.
20. Stima l'incertezza della tua misura. Descrivi il procedimento che usi per farlo e successivamente
riporta i calcoli ed il risultato nel riquadro 1.20
A conclusione del lavoro ti verranno date alcune informazioni sulle caratteristiche dinamiche dei liquidi:
dopo averle lette attentamente rispondi alle domande usando i dati che hai ottenuto nel tuo esperimento.
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Tema 2: Insetti, frutta e vitamine
Per utilizzare al meglio il tempo a disposizione ti suggeriamo d'iniziare gli esperimenti di biologia con la
parte 2C, che presenta alcuni tempi morti durante i quali puoi eseguire altre attività.
1. Parte 2A: A caccia d'insetti
Compito della tassonomia è classificare la grande quantità di organismi presenti sul nostro pianeta. Gli esseri
viventi sono classificati in vari livelli gerarchici, partendo dall’unità fondamentale: la specie. Un esempio di
classificazione è riportato nella tavola seguente.
Lievito
Gatto
Cane
Uomo
Moscerino
Frumento
Regno
animali
animali
animali
animali
piante
funghi
Phylum
cordati
cordati
cordati
artropodi
tracheofite
ascomiceti
Classe
mammiferi
mammiferi
mammiferi
insetti
angiosperme
saccaromiceti
Ordine
carnivori
carnivori
primati
ditteri
glumiflore
saccaromicetali
Famiglia
felidi
canidi
ominidi
drosofiloidei
graminacee
saccaromicetacea
Genere
Felis
Canis
Homo
Drosophyla
Triticum
Saccharomyces
Specie
catus
familiaris
sapiens
melanogaster
aestivum
cerevisiae
In zoologia, la specie è un’entità piuttosto stabile. I livelli di ordine superiore, invece, possono variare nel
tempo con il procedere di ricerche sempre più avanzate.
Nel foglio risposte (2A.1) completa la seguente definizione di specie:
“Una specie è rappresentata da popolazioni naturali tanto simili da possedere gli stessi caratteri strutturali e i
cui individui possono incrociarsi tra loro, dando vita a una prole a sua volta ………………..................”
2A.2 Quali organismi presentano un minor numero di caratteri comuni?
A. Organismi appartenenti alla stessa specie
B. Organismi appartenenti alla stessa classe
C. Organismi appartenenti alla stessa famiglia
D. Il numero di caratteri comuni varia secondo la popolazione naturale considerata
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2A.3 Segna quali affermazioni sono corrette tra le seguenti (puoi indicare più lettere):
A. Gatto, cane, uomo e moscerino sono animali terrestri
B. Gatto, cane e uomo sono mammiferi, che appartengono allo stesso ordine
C. Uomo, frumento e lievito appartengono ai tre diversi regni dei viventi
D. Cane e gatto sono le due specie più affini, tra quelle riportate nella tabella
E. Gatto e moscerino hanno tra loro lo stesso grado di affinità di lievito e moscerino
2. ATTIVITÀ: Identificazione di artropodi
Gli artropodi sono animali invertebrati dotati di appendici articolate, come antenne e zampe. Con più di un
milione di specie finora descritte, essi sono di gran lunga gli animali più numerosi sulla terra. Crostacei,
ragni, insetti e millepiedi sono alcuni esempi di artropodi molto comuni.
Identifica i 10 artropodi che trovi sul tuo bancone, usando la chiave dicotomica a disposizione.
Materiale per quest'attività
•
8 artropodi, preparati a secco e spillati
•
1 artropode conservato in alcol, in capsula petri
•
1 vetrino da microscopia con preparato d'insetto (diversi stati di sviluppo)
•
microscopio stereoscopico
•
guida per l’identificazione degli artropodi (chiave dicotomica, all’interno della busta)
Con la chiave dicotomica puoi identificare gli artropodi attraverso una serie di scelte logiche. Partendo dal
primo passaggio (punto 1 della chiave) fissa l’attenzione su un determinato carattere, che è presente in un
gruppo e assente nell'altro, per risolvere la dicotomia. Ogni fase successiva ti offrirà due o più alternative,
ciascuna delle quali porta ad un risultato o una scelta ulteriore per arrivare infine alla corretta identificazione.
In pratica, devi rispondere a una serie di domande sulle caratteristiche dell’artropode da identificare e,
seguendo le istruzioni della chiave, arrivare alla decisione finale sul nome da dargli. Osserva attentamente al
microscopio l'esemplare da identificare e, concentrandoti su un singolo particolare alla volta, risolvi ogni
dicotomia fino al passaggio finale in cui le possibili scelte si esauriscono.
Nella tabella 2A.4 del Foglio Risposte segna il numero di tutti i passaggi che ti hanno
portato alla scelta finale, seguendo le linee guida della chiave.
Infine scrivi il nome dell’artropode identificato nella tabella 2A.5
Al punto 2 della chiave troverai una domanda essenziale: quante zampe ha? Rispondendo a questa domanda
puoi assegnare l’animale a una delle diverse classi di artropodi:
•
insetti, 6 zampe
•
aracnidi (ragni, scorpioni, zecche, acari), 8 zampe
•
crostacei (granchi, gamberi, aragoste), 10 zampe
•
miriapoda (centopiedi, millepiedi), più di dieci zampe
2A.6 Quando avrai finito il tuo lavoro di classificazione, ricordati di riportare nel foglio risposte il numero
totale di aracnidi, crostacei, miriapoda e insetti che sei riuscito a identificare. Troverai parecchi insetti da
assegnare al gruppo corretto: non sempre questa è un’impresa facile, considerando che esistono quasi trenta
ordini d’insetti viventi, ciascuno composto da moltissime famiglie. Solo di coleotteri, sono state descritte più
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di 250.000 specie diverse! Le note seguenti descrivono alcune caratteristiche degli insetti utili per il tuo
lavoro di classificazione.
Antenna d’insetto
Le antenne sono gli organi sensoriali olfattivi primari degli insetti e di molti altri artropodi. Le antenne si
trovano sulla regione frontale del capo, tra i due occhi, e sono divise in tre segmenti chiamati scapo
(congiunto al capo), pedicello e flagello (Fig. 1). Spesso il flagello è suddiviso in tante unità note come
flagellomeri, che a loro volta possono presentare sporgenze piumose o filamentose. Il numero di flagellomeri
può variare notevolmente, ed è di grande importanza diagnostica.
Figura 1. Antenna d’insetti
Zampa d’insetto: Gli insetti hanno sei zampe, ciascuna delle quali è divisa in cinque parti, che si
chiamano: coxa (congiunto all’addome), trocantere, femore, tibia e tarso (Fig. 2). Ogni parte è formata da un
unico pezzo, ad eccezione del tarso, che presenta da tre a sette segmenti chiamati tarsomeri. Molti insetti
riescono a rimanere aggrappati a superfici lisce, perché alla fine dei tarsi hanno strutture specializzate simili
a unghie o artigli.
Figura 2. Parti di una zampa d’insetto
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Ala d’insetto. Le ali degli insetti hanno vene rigide che sostengono l'ala durante il volo. La nervatura di
un’ala cambia aspetto nei diversi gruppi d’insetti (Fig. 3).
Figura 3. Esempi di ala d’insetto
Gli scienziati pensano che tutte le ali d’insetto si siano evolute da uno stesso antenato. Reperti fossili
dimostrano che le ali degli insetti primitivi avevano 8 paia di vene principali. Nel corso dell’evoluzione degli
insetti si osserva, nella maggioranza dei casi, la riduzione del numero di vene nelle ali. Inoltre, nei diversi
ordini d’insetti le ali si sono modificate, per cui si possono trovare: due coppie di ali ugualmente sviluppate
(es. libellule); ali anteriori più grandi delle ali posteriori (in diversi gruppi d’insetti, tra cui le api e alcune
cimici); ali anteriori indurite, dette elitre, nei Coleotteri oppure un paio di ali membranose e l’altro paio
ridotte a piccoli bilancieri, come nelle mosche e altri Ditteri, e così via.
Saper “leggere” le venature delle ali è molto importante per assegnare un insetto al gruppo corretto.
Cerca nella busta il documento (Appendice BIO-1) che illustra in modo dettagliato la
struttura della nervatura in un'ala d'insetto.
La superficie dell'ala è suddivisa in tre regioni principali. La parte più estesa, che comprende le nervature più
robuste (dalla costa alla cubito) è la regione remigante. Poi si trova la regione anale, in genere percorsa da
nervature più sottili. Fra la regione anale e l'estremità posteriore dell'ala è presente un'ulteriore estensione,
detta regione jugale. Alla fine della nervatura costale, che corre lungo il margine anteriore, si può trovare un
ingrossamento (pterostigma), che ha la funzione meccanica di distribuire in modo ottimale le forze durante il
volo.
Le aree delimitate dalle nervature sono dette cellule. Il numero e la forma di queste cellule sono caratteri di
grande importanza sistematica, in particolare quando si studiano gli insetti Ditteri (es. mosche, moscerini,
zanzare) e gli Imenotteri (es. api, vespe, formiche volanti).
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3. Parte 2B: il moscerino della frutta
Il moscerino della frutta Drosophila melanogaster è oggetto di importanti ricerche genetiche fin dagli anni
'30 del 900. Il suo successo è legato alla brevità del ciclo vitale (2 settimane da uovo ad adulto a 23°C) e al
gran numero di uova deposte dalla femmina. Gli scienziati possono così analizzare una progenie molto
numerosa, facendo studi di diverse generazioni nell'arco di un singolo anno. I moscerini sono nutriti con
pappa di frutta e si allevano di solito in piccoli recipienti cilindrici. Le dimensioni della Drosophila sono tali
da consentire l'osservazione di molte caratteristiche fenotipiche ad occhio nudo o a basso ingrandimento.
4. ATTIVITÀ: Disegno di un'ala di Drosophila
Come anticipato nella tabella iniziale, la Drosophila è un Dittero. In questo gruppo d'insetti la forma delle
vene nelle ali è di grande aiuto per una corretta classificazione tassonomica. Nel foglio risposte 2B.1, cerca
di riprodurre in modo fedele le forme della nervatura osservate al microscopio.
Materiale per quest'attività
•
provetta eppendorf siglata WT, con moscerini normali
•
vetrini per microscopia e vetrini coprioggetto da 18 mm
•
ago appuntito e pinzette
•
boccetta con acqua distillata
•
microscopio binoculare (nel bancone di servizio)
Procedimento
Metti 1 - 2 gocce di acqua distillata su un vetrino da microscopia. Lavorando con delicatezza, togli l’ala del
moscerino partendo più vicino possibile dal corpo dell’animale e trasferiscila sulla goccia di acqua.
Appoggia il vetrino coprioggetto sopra la goccia e osserva il preparato al microscopio.
Confronta il tuo disegno con le ali riportate nelle ultime due pagine della chiave dicotomica e rispondi alla
domanda seguente. Se hai dei dubbi, osserva anche gli altri caratteri del moscerino (es. antenne) usando il
tuo microscopio stereoscopico.
2B.2 Nel foglio risposte indica quale insetto, tra quelli identificati nell'attività precedente, è più affine (cioè
condivide più caratteri) al moscerino della frutta Drosophila melanogaster
5. ATTIVITÀ: Osservazione di moscerini mutanti
Poiché Drosophila ha una lunga storia nell'ambito della ricerca genetica , sono disponibili numerosi
ceppi con caratteristiche particolari, dovute a mutazioni presenti nel DNA. Il genotipo di questi moscerini
mutanti è diverso dagli esemplari presenti in natura e si riconosce facilmente al microscopio, per la presenza
di evidenti alterazioni macroscopiche nella forma e nel colore degli occhi, del tronco, delle ali, etc. Per
ciascun ceppo mutante, il fenotipo visibile è dovuto a una specifica mutazione nella sequenza di un
particolare gene.
Nell'Appendice BIO-2 trovi un elenco con sei geni di Drosophila, associati alle caratteristiche dei
corrispondenti ceppi mutanti. Sul bancone ci sono 6 provette eppendorf siglate con le lettere A, B, C, D, E, F
ciascuna contenente uno di questi moscerini mutanti da osservare al microscopio. Ti consigliamo analizzare
una provetta alla volta, disponendo con l'ago uno o due individui nella piastra del microscopio stereoscopico.
Lo scopo dell'attività è identificare ogni ceppo mutante presente nella provetta, dopo aver osservato
attentamente le caratteristiche del suo fenotipo. In pratica, dovrai associare alla lettera della provetta che
ospita il ceppo mutante il numero, che identifica il gene con la relativa mutazione nell'elenco a disposizione
(Appendice BIO-2). Riporta i tuoi risultati nella tabella 2B.3 del foglio risposte.
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Materiale per quest'attività
•
6 ceppi mutanti di Drosophila, in provette eppendorf siglate con le lettere A, B, C, D, E, F
•
Appendice BIO-2 con descrizione dei geni associati alla mutazione (all'interno della busta)
•
ago appuntito, microscopio stereoscopico
Un po' di genetica
Nella Drosophila il colore nero del corpo è recessivo rispetto al grigio del ceppo selvatico. Abbiamo a
disposizione tre diversi gruppi di moscerini di color grigio (di fenotipo identico), che indichiamo con le
lettere X, Y, Z. Se incrociamo X con Y oppure Y con Z nascono tutti moscerini di colore grigio. Invece
incrociando X con Z troviamo 164 moscerini di colore grigio e 42 con il corpo di colore nero.
2B.4 I genotipi dei moscerini in esame sono:
A) X eterozigote, Y omozigote dominante, Z eterozigote
B) Tutti e tre omozigoti
C) Tutti e tre eterozigoti
D) X omozigote dominante, Y omozigote recessivo, Z eterozigote
E) X eterozigote, Y eterozigote, Z omozigote dominante
2B.5 Incrociando un moscerino con genotipo eterozigote con un moscerino dal corpo nero si otterranno:
A) Tutti moscerini neri
B) Tutti moscerini grigi
C) 50% moscerini grigi, 50% moscerini neri
D) 25% moscerini grigi, 75% moscerini neri
E) 75% moscerini grigi, 25% moscerini neri
2B.6 I geni white (occhi bianchi) e yellow (corpo giallo) si trovano entrambi sul cromosoma X. Si può
prevedere che:
A) Incrociando individui entrambi eterozigoti per i due caratteri, si otterrà una progenie che presenta il
rapporto fenotipico 9:3:3:1
B) I due caratteri saranno generalmente ereditati insieme
C) Incrociando individui entrambi eterozigoti per i due caratteri, si otterrà una progenie che presenta il
rapporto fenotipico 3:1
D) Sono vere le affermazioni A e B
E) Sono vere le affermazioni B e C
6. Parte 2C: Vitamine dalla carota
Il colore arancione della carota è dato da cristalli dei caroteni presenti nei cromoplasti delle sue cellule. La
carota è, infatti, uno degli alimenti vegetali più ricchi di vitamina A (Betacarotene) e per questo motivo si
dice che mangiare carote fa bene alla vista. Ma la carota contiene anche vitamine B, C, PP, D e E (oltre a sali
minerali e zuccheri semplici come il glucosio) e quindi il suo consumo favorisce un aumento delle difese
dell'organismo contro le malattie infettive.
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Nell’attività seguente cercherai di dimostrare che si può ottenere una maggior quantità di succo di carota, se
prima si digerisce la polpa con un enzima attivo sulle cellule vegetali. Rispondi innanzitutto alle domande
seguenti.
2C.1 Gli enzimi sono:
A) Molecole costituite da catene di aminoacidi
B) Molecole prodotte solo dai lieviti
C) Molecole di natura proteica con funzione di catalizzatori
D) Sono valide le affermazioni A e B
E) Sono valide le affermazioni A e C
2C.2 L'attività enzimatica non è sempre costante, ma può essere influenzata da numerosi fattori. Elenca nel
foglio risposte quelli che ritieni più importanti.
7. ATTIVITÀ: Estrazione del succo di carota
Con l’enzima che hai a disposizione, dovrai eseguire l’esperimento descritto utilizzando i tre contenitori
cilindrici (becher). In ciascuno di essi devi aggiungere la stessa quantità di polpa di carota (50 gr). Poi ogni
becher riceverà una quantità diversa di enzima:
Campione n°1 (0%): niente enzima
Campione n°2 (0.1%): enzima in soluzione diluita
Campione n°3 (1.0%): enzima in soluzione concentrata
Filtrerai la polpa di carota dopo l'incubazione con l'enzima, per verificare se il volume di succo recuperato
aumenta dopo questo trattamento.
Materiali per quest'attività
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•
•
•
•
•
•
3 carote fresche, peso > 50 grammi, grattugia in plastica
Enzima (soluzione 1%) in tubo Falcon da 15 ml
Acqua distillata
3 Cucchiai/spatola in metallo
3 Becher di vetro da 100 ml
3 Becher di plastica da 250 ml
3 Cilindri graduati da 100 ml, 3 Cilindri graduati da 50 ml, 3 imbuti
3 fogli di carta da filtro circolare, 3 quadrati di garza medica
cronometro, foglio di carta millimetrata
Procedimento
Prima di iniziare devi preparare una soluzione diluita dell'enzima a disposizione, mescolando in un tubo di
vetro 9 mL di acqua con 1 mL di enzima concentrato 1%. Agita bene questa soluzione.
Prima parte: reazione enzimatica
1. Grattugia le carote, fino a quando avrai prodotto la quantità di polpa necessaria per
l’esperimento (> 150 grammi.)
2. Numera i becher di vetro da 100 ml da uno a tre. Con la bilancia, trasferisci in ognuno di essi 50
± 0,1 grammi di polpa di carota.
3. Nel becher n°1 aggiungi 5 mL di acqua distillata
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4. Nel becher n°2 aggiungi 5 mL dell'enzima diluito, che hai appena preparato (concentrazione
finale 0,1%)
5. Nel becher n°3 aggiungi 5 mL della solozione 1% di enzima (dal tubo Falcon)
6. Usando un cucchiaio diverso per ogni becher, mescola bene la polpa di carota in ogni becher e
poi coprilo con della pellicola trasparente.
7. Trasferisci tutti i tuoi campioni nel bagnetto termostatato, preparato alla temperatura di 40°C,
facendo attenzione a non rovesciare il contenitore. N.B. Per evitare confusione, marca i tuoi
campioni con la sigla del tuo gruppo!
8. Lascia incubare i campioni a 40°C per almeno mezz'ora.
Durante la reazione enzimatica puoi eseguire altre attività.
Prima di ripartire con l'esperimento, numera i becher di plastica da 250 mL da uno a tre. Prepara un quadrato
di garza sopra ciascuno di questi becher.
Seconda parte: recupero del succo dalla polpa
9. Al termine della reazione, trasferisci la polpa di carota dal becher di vetro n.1 alla garza sopra il
becher di plastica con lo stesso numero. Spremi bene la polpa per ottenere tutto il liquido
contenuto: la garza medica trattiene le particelle più grossolane.
10. Ripeti la stessa operazione con i campioni numero 2 (enzima diluito) e numero 3 (enzima
concentrato).
11. Per misurare il volume di succo recuperato, trasferisci il contenuto del becher di plastica in un
cilindro di vetro da 100 mL. Riporta questo dato nel foglio risposte.
Numera ogni cilindro da 50 mL da uno a tre. In ciascuno di essi infila l'imbuto e prepara un filtro circolare:
dovrai infatti filtrare il succo che hai appena versato nel cilindro più grande da 100 mL. Attenzione! nei
primi minuti il succo scenderà rapidamente nel cilindro, quindi preparati a riportare le misure dei volumi
osservati nel foglio risposte.
Terza parte: misure del succo filtrato
12. Inizia con il campione n.1 (no enzima): versa tutto il succo presente nel cilindro grande n.1 sul
filtro sopra l'imbuto, facendo attenzione a non rovesciare nulla sul bancone.
13. Durante i primi cinque minuti, dovrai eseguire la misura a intervalli ravvicinati (ogni 60
secondi). In seguito, è sufficiente prendere nota del livello raggiunto ogni 5 minuti, finché sono
trascorsi 30 minuti dall'inizio.
Se nei primissimi minuti il liquido non raggiunge le prime tacche, è sufficiente riportare in tabella una
misura approssimativa.
14. Passa ora al il campione n.2 (enzima diluito): come prima devi versare tutto il succo dal cilindro
grande n.2 nel filtro sopra l'imbuto, facendo attenzione a non rovesciare nulla.
15. Anche in questo caso durante i primi cinque minuti dovrai eseguire la misura a intervalli
ravvicinati (ogni 60 secondi). In seguito, è sufficiente prendere nota del livello raggiunto ogni 5
minuti, finché sono trascorsi 30 minuti dall'inizio.
16. Infine considera il campione n.3 (enzima concentrato): versa tutto il succo dal cilindro grande
n.3 nel filtro sopra l'imbuto, facendo attenzione a non rovesciare nulla.
17. Di nuovo, durante i primi cinque minuti dovrai eseguire la misura a intervalli ravvicinati (ogni
60 secondi). In seguito, è sufficiente prendere nota del livello raggiunto ogni 5 minuti, finché
sono trascorsi 30 minuti dall'inizio.
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Con i dati che hai riportato nella tabella 2C.3 costruisci un grafico sulla carta millimetrata, dei volumi
misurati (mL) in funzione del tempo (minuti).
Confronta il volume finale di succo ottenuo dopo 30 minuti nel campione n° 1 (no enzima) con quelli dei
campioni n° 2 e 3 che sono stati trattati con l'enzima. Se osservi differenze, scrivi nel foglio risposte [ 2C.4]
per quali motivi si ottengono risultati diversi.
Confronta la velocità con cui il succo è sceso nel cilindro durante i primi 5 minuti nel campione n° 1 (no
enzima) con quelli dei campioni n° 2 e 3 che sono stati trattati con l'enzima. Se osservi differenze, scrivi nel
foglio risposte [2C.5] per quali motivi si ottengono risultati diversi.
Considerando le osservazioni precedenti e le tue conoscenze sulla cellula vegetale, prova a ipotizzare nel
foglio risposte [2C.6] qual è la funzione svolta dall’enzima in questo esperimento.
Per quale motivo è importante grattugiare la polpa di carota per la buona riuscita dell’esperimento ? [Foglio
risposte 2C.7].
Perché è meglio svolgere la reazione enzimatica alla temperatura di 40°C ? [Foglio risposte 2C.8].
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Tema 3. Vitamina C e altri antiossidanti.
Introduzione
Durante l'inverno, ma non solo, si consiglia di assumere vitamina C per le sue proprietà protettive nei
confronti dei malanni di stagione. L'arancia, frutto di stagione, è un'ottima fonte. In generale, frutta e verdura
sono una fonte fondamentale di vitamine, ma anche di antiossidanti. In questo modo ci aiutano a rimanere
giovani e sani. Oggi ti occuperai della quantificazione del contenuto di vitamina C e del potere antiossidante
di alcuni succhi d'arancia.
RACCOMANDAZIONI:
- nella Parte II utilizzerai una soluzione abbastanza concentrata di acqua ossigenata H 2O2. Questa può
provocare rapidamente danni se colpisce gli occhi o le mucose in quanto è corrosiva. Anche le altre
soluzioni sono irritanti e/o corrosive anche se in misura minore.
- Utilizza sempre gli occhiali da laboratorio, il camice e i guanti! In caso di schizzi in faccia lavati
immediatamente con abbondante acqua. In caso di spandimenti asciuga bene con un po' di carta
facendo attenzione. Se ci sono problemi, chiedi assistenza.
IMPORTANTE!
Anche se nella parte 3B si farà riferimento a qualche risultato ottenuto nella parte 3A, non è fondamentale
aver completato la parte I per poter svolgere correttamente buona parte della parte II.
3A. Determinazione spettrofotometrica della vitamina C in succhi d'arancia.
In questa parte quantificherai il contenuto di vitamina C (acido ascorbico) in alcuni succhi d'arancia. Per
farlo, misurerai le variazioni nell'assorbanza di una soluzione contenente un indicatore e quantità note o
incognite di vitamina C. In questo caso, l'indicatore è una molecola organica colorata capace di ossidare
selettivamente l'acido ascorbico. In seguito a questa reazione l'indicatore si decolora.
Introduzione alla spettrometria : La legge di Lambert-Beer
Se utilizziamo un fascio di luce monocromatica (in cui tutta la luce ha la stessa lunghezza d'onda λ) e gli
facciamo attraversare un campione colorato di spessore l, la sua intensità in uscita, I, risultera attenuata
rispetto al caso di un campione perfettamente trasparente, per il quale l'intensità della luce emergente sarà I0.
Dunque I<I0.
La relazione tra I e I 0 può essere scritta nella forma log 10
I
=−ϵCl dove C è la concentrazione (misurata
I0
in mol/L) e ϵ è il coefficiente di estinzione molare della sostanza colorata e dipende dalla lunghezza d'onda
λ della luce impiegata. (unità di misura generalmente usata: L∙mol -1∙cm-1 ). Lo spessore l, indicato come
lunghezza di cammino ottico, è generalmente uguale a 1 cm.
L'espressione ϵCl si definisce assorbanza (Abs). La comodità dell'espressione dell'assorbanza e data dal fatto
che, mantenendo fissa la lunghezza d'onda λ (e quindi il valore di ϵ) e il cammino ottico l, il suo valore è
direttamente proporzionale alla concentrazione C. Inoltre, se la soluzione contiene due o più sostanze in
grado di assorbire luce, il valore dell'assorbanza sarà dato dalla somma delle assorbanze delle singole
componenti:
Absmiscela = Abs1 + Abs2 + Abs3 + ... = ϵ1C1l + ϵ2C2l + ϵ3C3l + …
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Se una sostanza colorata viene aggiunta a una soluzione con una assorbanza di fondo (dovuta per esempio ad
altre sostanze colorate o alla diffusione della luce), il campione avrà assorbanza:
Abscampione = Abssostanza colorata + Absfondo
Un campione, detto bianco, identico al precedente salvo che per l'assenza di molecole della “sostanza
colorata” avrà invece assorbanza uguale a quella del fondo:
Absbianco = Absfondo
Spettro di assorbimento
ϵ è una funzione della variabile λ; il suo grafico al variare di λ rappresenta lo spettro di assorbimento della
sostanza colorata. È facile vedere come tanto piu grande è il valore di ϵ, tanto più la luce viene attenuata, e
tanto più elevato risulta quindi il valore dell'assorbanza.
Colore
Una sostanza colorata assorbe più luce (con valori di ϵ grandi) in certe zone dello spettro che in altre (con
valori di ϵ piccoli) e da questo, in base ai principi della sintesi sottrattiva dei colori, deriva il colore che noi
percepiamo.
Misurare l'assorbanza
Per misurare l'assorbanza di un campione si utilizzerà uno strumento chiamato spettrofotometro.
Una volta scelta la lunghezza d'onda, si inserisce un campione trasparente e mediante la procedura di zero si
registra l'intensità della luce trasmessa con questo campione lungo il cammino ottico. Il valore viene
memorizzato come I0 e per questo l'assorbanza misurata dallo strumento sul campione di riferimento in
seguito alla procedura di zero vale proprio zero.
Sostituendo ora il campione di riferimento con il campione da misurare, lo strumento misura l'intensità della
luce trasmessa, calcola l'opposto del logaritmo del rapporto I/I0 e mostra il valore dell'assorbanza. Se il
campione assorbe luce alla lunghezza d'onda impostata, si leggerà un'assorbanza maggiore di zero e questo
valore, essendo proporzionale alla sua concentrazione, potrà essere utilizzato per quantificare la molecola
colorata.
Reazione tra la Vitamina C e il DCPIP
In ambiente acido, la vitamina C (C6H8O6) reagisce con il 2,6-diclorofenolindofenolo (DCPIP, C12H7O2NCl2)
secondo la seguente reazione:
C6H8O6
Acido ascorbico
+
C12H7O2NCl2
DCPIP colorato
→
C6H6O6
Acido deidroascorbico
+
C12H9O2NCl2
DCPIP incolore
Il DCPIP è anche un indicatore, in quanto la sua forma reattiva è colorata (blu in ambiente neutro o basico,
rosso vino in ambiente acido) mentre dopo aver reagito con l'acido ascorbico è incolore. Misurando
spettrofotometricamente la decolorazione di una soluzione di DCPIP in seguito all'aggiunta di un'aliquota di
un dato campione, è quindi possibile determinare la concentrazione dell'acido ascorbico presente in esso.
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Standardizzazione/calibrazione
Il DCPIP viene solitamente venduto in una forma non pura, per cui non è possibile conoscere a priori la
concentrazione di una sua soluzione. Per ovviare al problema, si procede ad una sua standardizzazione con
soluzioni di acido ascorbico puro di concentrazione nota, oppure si può ricavare una retta di calibrazione che
metta in relazione l'assorbanza finale del campione con la quantità di acido ascorbico aggiunto.
ISTRUZIONI PER L'USO DELLO SPETTROFOTOMETRO
Dovresti trovare lo strumento già acceso. In caso contrario, chiedi assistenza; prima di poter svolgere le
misure dovrai attendere qualche minuto perché si stabilizzi la lampada. Prima di procedere, assicurati che sul
display, in corrispondenza della colonna MODE, il LED sia acceso in corrispondenza di abs. In caso
contrario, seleziona la modalità corretta premendo una o più volte il tasto mode.
Impostazione della lunghezza d'onda:
Per impostare la lunghezza d'onda, utilizza i tasti wavelength +/−.
Orientamento corretto delle cuvette:
Le cuvette a tua disposizione presentano due facce opposte trasparenti e due facce opposte opache. Una delle
facce trasparenti, vicino all'apertura, mostra un triangolo/freccia rivolto verso il basso. Per garantire che la
luce dello strumento attraversi le facce trasparenti delle cuvette, queste dovranno essere inserite sempre con
la freccia sul lato rivolto verso l'operatore (il lato opposto a quello su cui si trova il display). Se hai qualche
dubbio, prova vari orientamenti della cuvetta; quello corretto è quello per il quale si legge l'assorbanza
minore. Prima di effettuare uno zero o di annotare una misura, assicurati che lo sportello sia chiuso: in questo
modo impedirai alla luce esterna di interferire con la misura.
Corretto maneggiamento delle cuvette:
Per evitare di sporcare le pareti trasparenti delle cuvette, cerca di toccare con le mani soltanto le pareti
opache oppure la parte più vicina all'imboccatura (entro circa un centimetro da essa).
Zero dell'assorbanza:
Per azzerare l'assorbanza, utilizza il tasto set ref.
Domande preliminari
ATTENZIONE!
Prima di procedere con l'esperimento dovrai avere convalidate (e eventualmente corrette) le risposte
alle prime due domande da parte degli assistenti!
3.1.1a (2 punti)
Durante questo esperimento avrai a che fare con soluzioni variamente colorate, in particolare:
• soluzione di DCPIP in ambiente basico (blu)
• soluzione di DCPIP in ambiente acido (rosso vino)
• succo d'arancia gialla
Nella figura seguente sono riportati i grafici di 4 spettri di assorbimento. Completa le tabelle al punto 3.1.1a
sul foglio risposte e assegna a ciascuna delle tre soluzioni la lettera A-D corrispondente a quello che ne
rappresenta lo spettro di assorbimento.
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Ricorda che lo spettro visibile corrisponde all'intervallo di lunghezze d'onda 400-700 nm, con la seguente
relazione tra lunghezze d'onda e colori:
colore
intervallo di lunghezze d'onda
rosso
~ 700-635 nm
arancione
~ 635-590 nm
giallo
~ 590-560 nm
verde
~ 560-490 nm
blu
~ 490-450 nm
violetto
~ 450-400 nm
Come avrai sicuramente notato osservando un arcobaleno, le suddivisioni in colori non sono nette, ma
graduali.
3.1.1a (2 punti)
Completa le tabelle relative agli spettri di assorbimento:
Spettro
Colore/i assorbito/i principalmente
Colore risultante
A
B
C
D
Soluzione
Spettro
DCPIP in ambiente basico
DCPIP in ambiente acido
Succo di arancia gialla
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3.1.1b (1 punto)
Più avanti misurerai l'assorbanza di soluzioni contenenti DCPIP a pH 4.5. In base allo spettro di
assorbimento del DCPIP in queste condizioni, quale lunghezza d'onda dovrà essere impostata sullo
spettrofotometro per svolgere le misure con la maggiore sensibilità? Contrassegnala con una X.
A)
B)
C)
D)
E)
F)
400 nm
450 nm
530 nm
620 nm
680 nm
750 nm
IMPORTANTE!! È fondamentale che tu richieda una verifica di queste due domande (3.1.1a e 3.1.1b) da
parte di un assistente PRIMA di procedere con le misure allo spettrofotometro! Se per caso avrai indicato
una lunghezza d'onda errata ti verrà comunicata quella corretta e così potrai svolgere il resto
dell'esperimento.
Esecuzione dell'esperimento
Materiale a disposizione:
– Soluzione di DCPIP 30 mg/100 mL e bicarbonato di sodio (NaHCO 3) 25 mg/100 mL
– Soluzione tampone a pH ~4.5 (12 g di acido acetico CH3COOH + 4 g NaOH in 100 mL)
– Soluzione standard di acido ascorbico 1mg/mL
– Campioni di succhi e mezza arancia sul bancone
– micropipette da 1000 e 100 µL e scatole di puntali
– provettine eppendorf da 2 mL
– 15 cuvette
– becker di plastica per i rifiuti solidi (puntali)
– centrifuga (in comune)
– pennarello indelebile
Promemoria sul corretto utilizzo dei micropipettatori:
• Utilizza sempre un puntale!
• NON regolare il volume al di fuori dell'intervallo consentito! (100-1000 µL per il pipettatore da
1000 µL e 10-100 µL per il pipettatore da 100 µL)
• NON inclinare assolutamente in orizzontale o capovolgere il pipettatore quando contiene liquido!
• Ricordati che il volume corretto si preleva premendo lo stantuffo fino al primo blocco.
• Preleva sempre lentamente!
• Per cambiare puntale, premi l'apposito pulsante.
Ti consigliamo di prendere confidenza con lo strumento pipettando un po' d'acqua. Se hai qualche dubbio o
problema, chiedi assistenza.
Azzeramento dello spettrofotometro:
Prima di poter misurare l'assorbanza dei campioni, bisogna impostare lo strumento e azzerare l'assorbanza
con una cuvetta contenente solo acqua.
• imposta la corretta lunghezza d'onda sullo strumento utilizzando i tasti wavelength +/−.
• riempi una cuvetta per circa ¾ con acqua deionizzata, ponila nell'alloggiamento dello
spettrofotometro secondo l'orientamento corretto, chiudi il coperchio e premi set ref.
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3.1 B – Retta di calibrazione: assorbanza del DCPIP vs. concentrazione di acido ascorbico
Come prima cosa, prepara 6 soluzioni a concentrazione crescente di acido ascorbico, in quantita di 1 mL
ciascuna:
• completa la tabella 3.1.2 sul foglio risposte
• marca con una lettera a-f 6 provettine eppendorf
• utilizzando il micropipettatore da 1000 μl, riempi le 6 provettine in base alla tabella 3.1.2. Seguendo le
istruzioni sullo svolgimento delle misure (sezione 3.1 D), utilizza i risultati che avrai riportato nella tabella
3.1.3 per ottenere una retta di calibrazione che correla l'assorbanza della soluzione finale con la
concentrazione di acido ascorbico nella soluzione aggiunta
• rappresenta i dati nella tabella 3.1.3 in un grafico su carta millimetrata (indicalo come Grafico 3.1.4) e
traccia una retta che passi il piu vicino possibile ai punti sperimentali.
3.1 C – Quantificazione dell'acido ascorbico in campioni reali di succhi d'arancia
Hai a disposizione quattro campioni (se non sono gia sul bancone richiedili agli assistenti):
• un succo d'arancia commerciale ottenuto per ricostituzione di un concentrato (100% frutta),
• una spremuta fresca commerciale (100% frutta, di quelle che si trovano nei banchi frigo dei supermercati),
• un succo d'arancia rossa commerciale (frutta < 100%).
• mezza arancia
1 - Spremitura dell'arancia e preparazione dei campioni di succo:
• Contrassegna 4 provettine da 2 mL in modo da non confonderle.
• spremi gentilmente a mano la mezza arancia raccogliendo il succo in un becker di plastica.
• Versa circa 2 mL del succo spremuto dentro una provettina da 2 mL.
• Versa in una provettina circa 2 mL di ciascuno dei tre campioni di succo d'arancia commerciale.
• Tappa le provette e centrifugale per 1 minuto alla massima velocita. Per l'utilizzo della centrifuga chiedi
assistenza.
• Riporta alla tua postazione le 4 provettine evitando di scuoterle.
2 - Misura delle assorbanze e calcolo delle concentrazioni nei campioni:
• Per ciascuno dei tuoi 4 campioni, seguendo le istruzioni riportate in sezione 3.1 D, dovrai misurare
l'assorbanza dopo l'aggiunta di DCPIP e quella di un bianco in cui acqua deionizzata sostituisce la soluzione
di DCPIP. Riporta i dati raccolti nella tabella 3.1.5 sul foglio risposte.
• a partire dai dati raccolti, ricava le concentrazioni di vitamina C presenti in ciascuno dei tuoi 4 campioni,
riportando i risultati nella tabella 3.1.5 sul foglio risposte.
3.1 D – PROCEDURA per la reazione con il DCPIP e le misure di assorbanza
Per ciascun campione, svolgerai la misura in questo modo:
• Marca la cuvetta in modo univoco con il pennarello indelebile, entro 1 cm dal bordo dell'imboccatura
• Utilizzando il micropipettatore da 100 uL, deposita sul fondo di una cuvetta 50 μL di soluzione del
campione
• Utilizzando il micropipettatore da 1000 μL, aggiungi 2000 μL di soluzione di tampone acetato
Fino a questo punto, se lo ritieni comodo, puoi preparare anche tutti i campioni in parallelo. In soluzione
acida, il DCPIP si degrada lentamente per cui, per avere risultati coerenti, la misura dell'assorbanza deve
avvenire più o meno sempre lo stesso tempo dopo l'aggiunta ai campioni.
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Per questo, dal prossimo passaggio dovrai procedere con un campione alla volta, e sempre nello stesso
modo.
• Prepara un numero sufficiente di quadratini di parafilm da circa 20x20 mm
• Sempre utilizzando il micropipettatore da 1000 μL, aggiungi 500 μL di soluzione di DCPIP oppure, se si
tratta di un bianco, la stessa quantita di acqua deionizzata.
• Rapidamente, copri l'imboccatura della cuvetta con il quadratino di parafilm preparato in precedenza (non
serve separarlo dalla carta, purche il lato a contatto con l'imboccatura sia quello plastico) e mantienilo ben
premuto con un dito per garantire la chiusura mentre capovolgi alcune volte la cuvetta per mescolarla. Data
la delicatezza dell'operazione, se vuoi puoi allenarti con la cuvetta contenente acqua che hai usato per
azzerare lo spettrofotometro.
• Poni immediatamente la cuvetta nello spettrofotometro secondo il corretto orientamento e annota
l'assorbanza nella tabella sul foglio risposte (3.1.3 o 3.1.5 a seconda della fase dell'esperimento).
3.1 E – DOMANDE FINALI
Al termine degli esperimenti, rispondi alle domande 3.1.6 – 3.1.7 sul foglio risposte.
Parte II – Confronto del potere antiossidante di campioni di succhi tramite
l'osservazione di una reazione oscillante.
In questa parte confronterai il potere antiossidante complessivo dei succhi osservando come questi rallentano
un periodo di una reazione oscillante.
Che cos'è una reazione oscillante?
Normalmente siamo abituati a considerare le reazioni chimiche del laboratorio come unidirezionali:
A + B → C + D, e i reagenti si consumano via via a formare i prodotti che aumentano gradualmente di
quantita, con velocita dettate dalla cinetica di reazione. Tuttavia, se mescolerai i reagenti secondo la
procedura indicata, osserverai il ciclico e regolare ripetersi del cambiamento di colore:
incolore → giallo → blu intenso → incolore, e cosi via.
Questa e la famosa reazione oscillante di Briggs-Rauscher, dal nome dei suoi scopritori. Esistono quindi
casi particolari in cui il comportamento della reazione e oscillante: alcuni dei prodotti o degli intermedi di
reazione mostrano variazioni di concentrazione periodiche nel tempo. Come tutti i fenomeni oscillatori, una
situazione di questo tipo si verifica quando sussistono almeno due processi in concorrenza, e i prodotti del
primo rallentano lo stesso primo processo ma alimentano il secondo, e viceversa.
Se nel laboratorio di Chimica le reazioni oscillanti sono molto rare, così non è in ambito biologico: la
Vita è un insieme estremamente complesso di reazioni chimiche oscillanti!
La reazione che abbiamo preso in esame si compone di diverse sotto-reazioni concomitanti (ne sono state
ipotizzate almeno 30!). La reazione complessiva, data dalla somma di tutte le sotto-reazioni, e la seguente:
2H2O2 + IO3 - + CH2(COOH)2 + H+ → ICH(COOH)2 + 2O2 + 3H2O
Reagenti:
• Acqua ossigenata H2O2
• Iodato di potassio KIO3
• Acido malonico CH2(COOH)2
• Acido solforico H2SO4
• Solfato di manganese MnSO4
• amido solubile
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Il manganese serve a catalizzare le reazioni radicaliche. L'amido serve per evidenziare le variazioni di
concentrazione degli intermedi iodio e ioduro.
Il susseguirsi delle sotto-reazioni puo essere schematizzato in questo modo:
Fase gialla
• reazioni di tipo RADICALICO (inibite dallo ioduro)
• presenza di iodio (I2) ma non ioduro (I-).
• reazioni radicaliche producono globalmente iodio molecolare a partire dallo iodato e l'acqua ossigenata.
Fase blu
• reazioni di tipo NON-RADICALICO
• presenza sia di iodio (I2) che di ioduro (I-)
• I2 e I- formano reversibilmente lo ione I3
- il quale forma il complesso blu con l'amido in soluzione
• I2 viene consumato lentamente da una reazione che converte l'acido malonico in acido iodomalonico
ICH(COOH)2 liberando ioduro.
Fase incolore
• reazioni di tipo NON-RADICALICO
• presenza di ioduro ma non di iodio
• lo iodio libero I2 è stato consumato dalla reazione con l'acido malonico. Reazioni di tipo non radicalico
consumano rapidamente lo ioduro ripristinando iodio molecolare e promuovendo l'insorgere del
meccanismo radicalico (inizio della fase gialla)
Cosa sono i radicali? Il ruolo degli antiossidanti biologici
Abbiamo accennato alle reazioni di tipo radicalico. Queste reazioni prendono il nome dal fatto che in esse
intervengono specie molecolari molto reattive, i radicali liberi. Si tratta di molecole reattive in quanto
possiedono elettroni spaiati. Alcuni esempi di radicali sono l'ossidrile HO•, l'idroperossile HOO• (prodotto
anche nelle fasi radicaliche della reazione di Briggs-Rauscher), l'anione superossido O 2•-.
Radicali liberi come quelli elencati qui sopra vengono prodotti all'interno delle cellule durante il normale
metabolismo, e a causa della forte reattivita possono danneggiare le stesse cellule e provocare fenomeni di
invecchiamento. Oltre che tramite meccanismi interni di difesa gia presenti all'interno delle cellule, i radicali
liberi possono essere contrastati mediante l'assunzione di sostanze in grado di reagire rapidamente con essi
prima che possano fare danni. Questi sono gli antiossidanti. Numerose molecole biologiche, naturalmente
prodotte nei vegetali, hanno funzioni antiossidanti. Tra queste, in particolare, vi sono le vitamine A, C, E, e
gli antocianidi (molecole di colore rosso o blu). Si ritiene quindi che l'assunzione regolare di antiossidanti
consumando molta frutta e verdura possa proteggere l'organismo dall'invecchiamento cellulare e dalle
malattie ad esso legate, primo fra tutti il cancro.
L'esperimento
Cosa succede se aggiungiamo una soluzione contenente antiossidanti alla miscela di reazione di BriggsRauscher? Queste molecole reagiranno con i radicali liberi via via prodotti durante la fase radicalica,
sottraendoli alla reazione. Il risultato netto sara il rallentamento della reazione. Si e osservato che il tempo di
rallentamento di un ciclo della reazione (d'ora in avanti indicato come tempo di inibizione) e direttamente
proporzionale al contenuto di antiossidanti nella soluzione che e stata aggiunta. La misura del tempo di
inibizione della reazione di Briggs-Rauscher, quindi, e un metodo semplice (e divertente!) per valutare il
potere antiossidante di un campione alimentare.
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3.2 - ESECUZIONE DELL'ESPERIMENTO
Materiale a disposizione:
– Soluzione A (acqua ossigenata H2O2 4 M) ATTENZIONE! CORROSIVA!
– Soluzione B (iodato di potassio KIO3 0.20 M, acido solforico H2SO4 0.077 M)
– Soluzione C (acido malonico CH2(COOH)2 0.15 M, solfato di manganese Mn2SO4 0.20 M, amido
solubile 300 mg/L)
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Soluzione standard di acido ascorbico 1 mg/mL
Campioni di succhi d'arancia
acqua deionizzata
2 beute da 25 mL
agitatore magnetico
ancoretta magnetica
3 pipette graduate da 5 mL con pipettatore
cronometro/contasecondi (da condividere con i tuoi compagni)
Micropipettatori da 100 μL e 1000 μL e puntali
Becker per i rifiuti liquidi
pennarello indelebile
Nota sul funzionamento dei pipettatori verdi:
• Per riempire la pipetta, ruota la rotella.
• Per svuotarla, hai tre possibilita:
◦ ruotare la rotella nel verso opposto,
◦ premere la levetta bianca in modo da far entrare aria,
◦ premere direttamente sullo stantuffo.
3.2 A – ATTIVITÀ PRELIMINARI
1 - Agitatore
Accendi l'agitatore magnetico e regola la velocita in modo da garantire un buon mescolamento, ma che una
volta aggiunte le soluzioni non vi siano schizzi o che l'ancoretta sembri “impazzita”. Se hai problemi con la
regolazione dell'agitatore, rivolgiti ad un assistente.
Una volta trovata la velocità ideale, dovrai svolgere tutti gli esperimenti senza modificarla.
Potrai tranquillamente “dimenticare” acceso l'agitatore per tutta la durata della prova.
2 - Pipette
Ciascuna delle soluzioni A, B e C dovra essere trasferita con la sua pipetta dedicata. Ti consigliamo di
marcare le tre pipette (sul vetro!) con il pennarello indelebile per non scambiarle.
3.2 B – CAMPIONI DA ANALIZZARE
Per ciascun campione svolgerai due misure e calcolerai la media dei tempi misurati. Non è affatto
fondamentale svolgere consecutivamente le due misure sullo stesso campione, anzi sei incoraggiato ad
organizzarti in modo da poter provare a rispondere alle domande finali anche se hai poco tempo a
disposizione per concludere l'esperimento.
• acqua deionizzata, e i tempi che misurerai faranno da riferimento.
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• Succo di arancia gialla da concentrato, precedentemente diluito 2:100 con acqua deionizzata
• Succo di arancia rossa, precedentemente diluito 2:100 con acqua deionizzata
• Una soluzione di acido ascorbico di concentrazione pari a quella che hai determinato per il succo di
arancia gialla da concentrato. Anch'essa dovra essere diluita 2:100.
3.2 C – PREPARAZIONE DELLA SOLUZIONE DI ACIDO ASCORBICO EQUIVALENTE
dovrai prepararne 1 mL, a partire dalla soluzione standard da 1 mg/mL
• Calcola il volume di soluzione standard che dovrai usare, riportando i calcoli sul foglio risposte (3.2.1)
• Trasferisci il volume di soluzione standard in una provettina mediante il micropipettatore da 1000 μL
• Aggiungi la quantita giusta di H2O per arrivare al volume finale di 1 mL.
• Chiudi la provettina e agitala per mescolare. Marcala opportunamente con il pennarello indelebile.
3.2 D – DILUIZIONE 2:100 DEI CAMPIONI
esegui questa procedura sia con i campioni originari di succhi che con la soluzione di acido ascorbico
equivalente che hai appena preparato
• Utilizzando il micropipettatore da 100 μL, trasferisci 40 μL di campione sul fondo di una provetta da 2 mL
• Utilizzando il micropipettatore da 1000 μL, aggiungi nella provettina 2000 μL di acqua deionizzata
• Chiudi la provettina e agitala per mescolare. Marcala opportunamente con il pennarello indelebile.
3.2 E – REAZIONE OSCILLANTE E AGGIUNTA DEL CAMPIONE
Per ciascun campione, svolgerai la misura in questo modo:
• Poni un becker pulito da 25 mL sull'agitatore; inserisci l'ancoretta magnetica.
• Usando le pipette graduate, aggiungi nella beutina 5.0 mL di ciascuna delle soluzioni A e B.
• Quando hai predisposto tutto l'occorrente per procedere con la misura, aggiungi abbastanza rapidamente
5.0 mL della soluzione C usando la sua pipetta.
• Durante l'aggiunta della soluzione C o pochi istanti dopo, la soluzione da incolore comincera a virare al
giallo e quindi, di colpo, diverra blu. Ai fini dello svolgimento dell'esperimento questo e il primo viraggio a
blu e comincia il primo ciclo di oscillazione.
• In ciascun ciclo, dopo il primo viraggio a blu, la soluzione torna incolore piu o meno lentamente, quindi
ricomincia a diventare gialla: questo e il segnale che anticipa (di poco) la nuova comparsa del blu.
• In corrispondenza del terzo viraggio a blu fai partire il contasecondi/cronometro e contemporaneamente
aggiungi rapidamente 0.5 mL di campione con il micropipettatore da 1000 μL.
Nota: Le oscillazioni sono piuttosto rapide, per cui dal primo viraggio avrai giusto il tempo di prepararti
per l'aggiunta del campione. Quando comincia il viraggio a giallo che precede il terzo viraggio a blu dovrai
già aver riempito il puntale del pipettatore con l'aliquota del tuo campione.
• In corrispondenza del quarto viraggio a blu, sempre anticipato dal viraggio a giallo, ferma il contasecondi e
annota il tempo nella tabella 3.2.2 sul foglio risposte. E possibile che in seguito all'aggiunta di un campione
di antiossidante questo viraggio risulti meno intenso degli altri.
3.2 F – PROVE GENERALI
• Prima di effettuare le misure sui campioni veri, concediti due prove generali (con acqua come campione
da aggiungere) per renderti conto dal vivo del funzionamento della reazione e per allenarti nella
coordinazione delle azioni da svolgere.
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3.2 G – SMALTIMENTO E LAVAGGIO (per ciascun campione)
• Entro poche oscillazioni ulteriori (possibilmente mentre la soluzione e blu o incolore), versa il contenuto
della beutina nel becker per i rifiuti, recuperando l'ancoretta. Lava rapidamente con un po' d'acqua
deionizzata la beutina e l'ancoretta. Dopo il lavaggio, non lasciare troppa acqua all'interno.
• Lascia da parte l'ultima beutina utilizzata, dandogli modo di asciugarsi un po' meglio o di far sublimare
l'eventuale iodio precipitato nel corso della reazione. Svolgi la prova successiva con l'altra beutina.
• Ogni tanto, vuota il becker dei rifiuti nel recipiente predisposto sotto cappa.
3.1 H – DOMANDE FINALI
Al termine degli esperimenti, rispondi alle domande 3.2.3 – 3.2.5 sul foglio risposte.
Fine del testo
BUON LAVORO E
IN BOCCA AL LUPO!!!
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